микра. микра 5. 1. Конечная цель микробиологического исследования
 Скачать 208.22 Kb.
|
|
Таблица 1 - Типы энергетического и конструктивного обмена микроорганизмов
Набор ферментов в клетке может изменяться в зависимости от условий, в которых обитают бактерии, соответственно все ферменты подразделяют на две группы: конститутивные и индуцибельные. Конститутивные ферменты синтезируются постоянно, независимо от наличия веществ-субстратов. В клетке они обнаруживаются в более или менее постоянных концентрациях. Примером конститутивного фермента является ДНК-полимераза. Индуцибельные ферменты синтезируются в ответ на появление в среде субстрата-индуктора. К ним относится большинство гидролаз. Способность к индукции синтеза таких ферментов обеспечивает быструю приспособляемость бактерий к конкретным условиям. Назначение метаболизма состоит в следующем: 1) генерация энергии в молекулах АТФ или других богатых энергией соединениях; 2) образование субъединиц, из которых синтезируются макромолекулы основных биополимеров клетки; 3) активация образованных субъединиц за счет переноса фосфатной группы с АТФ, происходящая с затратой энергии. Этот процесс необходим, поскольку только активированные субъединицы способны вступать в реакции полимеризации; 4) синтез специфических макромолекул из активированных субъединиц, т. е. их полимеризация. Полимеризация активированных субъединиц может происходить: а) в реакциях матричного синтеза; б) за счет простой конденсации одинаковых активированных субъединиц. 8. Питательные среды: простые, сложные, элективные, дифференциально-диагностические. Требования к ним и контроль качества. Питательной средой в микробиологии называют среды, содержащие различные соединения сложного или простого состава, которые применяются для размножения бактерий или других микроорганизмов в лабораторных или промышленных условиях. Питательные среды готовят из продуктов животного или растительного происхождения. Большое значение имеет наличие в питательной среде ростовых факторов, которые катализируют метаболические процессы микробной клетки (витамины группы В, никотиновая кислота и др.). Искусственные среды готовят по определенным рецептам из различных настоев или отваров животного или растительного происхождения с добавлением неорганических солей, углеводов и азотистых веществ. По консистенции питательные среды могут быть жидкими, полужидкими, плотными. Плотные среды готовят путем добавления к жидкой среде 1,5—2% агара, полужидкие — 0,3— 0,7 % агара. Агар представляет собой продукт переработки особого вида морских водорослей, он плавится при температуре 80—86°С, затвердевает при температуре около 40°С и в застывшем состоянии придает среде плотность. В некоторых случаях для получения плотных питательных сред используют желатин (10—15%). Ряд естественных питательных сред (свернутая сыворотка крови, свернутый яичный белок) сами по себе являются плотными. По целевому назначению среды подразделяют на основные, элективные и дифференциально-диагностические. К основным относятся среды, применяемые для выращивания многих бактерий. Это триптические гидролизаты мясных, рыбных продуктов, крови животных или казеина, из которых готовят жидкую среду — питательный бульон и плотную — питательный агар. Такие среды служат основой для приготовления сложных питательных сред — сахарных, кровяных и др., удовлетворяющих пищевые потребности патогенных бактерий. Элективные питательные среды предназначены для избирательного выделения и накопления микроорганизмов определенного вида (или определенной группы) из материалов, содержащих разнообразную постороннюю микрофлору. При создании элективных питательных сред исходят из биологических особенностей, которые отличают данные микроорганизмы от большинства других. Например, избирательный рост стафилококков наблюдается при повышенной концентрации хлорида натрия, холерного вибриона — в щелочной среде и т. д. Дифференциально-диагностические питательные среды применяются для разграничения отдельных видов (или групп) микроорганизмов. Принцип построения этих сред основан на том, что разные виды бактерий различаются между собой по биохимической активности вследствие неодинакового набора ферментов. Особую группу составляют синтетические и полусинтетические питательные среды. В состав синтетических сред входят химически чистые вещества: аминокислоты, минеральные соли, углеводы, витамины. В полусинтетические среды дополнительно включают пептон, дрожжевой экстракт и другие питательные вещества. Эти среды чаще всего применяют в научно-исследовательской работе и в микробиологической промышленности при получении антибиотиков, вакцин и других препаратов. Требования, предъявляемые к питательным средам. Любая питательная среда должна отвечать следующим требованиям: содержать все необходимые для размножения микроорганизмов вещества в легкоусвояемой форме; иметь оптимальные влажность, вязкость, рН, быть изотоничной и по возможности прозрачной. Каждую питательную среду стерилизуют определенным способом в зависимости от ее состава. 9. Способы стерилизации (аппаратура, режим для определения объектов, назначение). Стерилизация– полная инактивация микробов в объектах, подвергающихся обработке. Существует 3 основных метода стерилизации: тепловая, лучевая, химическая. Тепловая стерилизация основана на чувствительности микробов к высокой температуре. Для тепловой стерилизации применяют, в основном, сухой жар и пар под давлением. Стерилизацию сухим жаром осуществляют в воздушных стерилизаторах («сухожаровые шкафы»), которые представляют собой металлический плотно закрывающийся шкаф, нагревающийся с помощью электричества и снабженный термометром. Обеззараживание материала в нем производят, как правило, при 1600С в течение 120 мин. Стерилизуют сухим жаром лабораторную посуду и другие изделия из стекла, инструменты, силиконовую резину. Обработку паром под давлением в паровых стерилизаторах (автоклав) является наиболее универсальным методом стерилизации. Поскольку кроме высокой температуры на микробы оказывает воздействие и пар, споры погибают уже при 1200С. Наиболее распространенный режим работы парового стерилизатора: 2атм – 1210С – 15-20 мин. Стерилизуют в автоклаве большую часть предметов: перевязочный материал, белье, питательные среды, физ.растворы, дистиллированную воду. В настоящее время применяют еще один метод тепловой стерилизации, предназначенный специально для молока – ультравысокотемпературный (молоко обрабатывают в течение нескольких секунд при 130-1500С. Химическая стерилизация предполагает использование токсичных газов: оксида этилена, смеси оксида этилена, бромистого метила и формальдегида. Стерилизация газами осуществляется в присутствии пара при температуре от 18 до 800С в специальных камерах. Этот вид стерилизации небезопасен для персонала, для окружающей среды и для пациентов, пользующихся простерилизованными предметами (большинство стерилизующих агентов остается на предметах). В последнее время в связи с широким распространением в медицинской практике изделий из термолабильных материалов, снабженных оптическими устройствами, например эндоскопов, стали применять обезвреживание с помощью химических растворов. После очистки и дезинфекции прибор помещают на определенное время в стерилизующий раствор, затем прибор должен быть отмыт стерильной водой, высушивают его стерильными салфетками и помещают в стерильную емкость. Все манипуляции проводят в асептических условиях и в стерильных перчатках. Хранят эти изделия не более 3 суток. Лучевая стерилизация осуществляется либо с помощью гамма-излучения, либо с помощью ускоренных электронов. Источником гамма-излучения, получаемого в специальных гамма-установках, являются радиоактивные изотопы, например, 60Со, 137Сs. Для получения электронного излучения применяют ускорители электронов. Гибель микробов под действием гамма-лучей и ускоренных электронов происходит прежде всего в результате повреждения нуклеиновых кислот. Лучевую стерилизацию применяют в тех случаях, когда стерилизуемые предметы не выдерживают высокой температуры. Лучевая стерилизация позволяет обрабатывать сразу большое количество предметов (одноразовые шприцы, системы для переливания крови). Фильтрование с помощью различных фильтров (керамических, асбестовых, стеклянных), а в особенности мембранных ультрафильтров из коллоидных растворов нитроцеллюлозы позволяет освободить жидкости (сыворотку крови, лекарства) от бактерий, грибов, простейших и даже вирусов. В настоящее время все более широкое применение находят современные методы стерилизации, созданные на основе новых технологий, с использованием плазмы, озона. После процедуры стерилизации должна сохраняться стерильность, которую поддерживают с помощью упаковки: полимерной пленки, бумаги, фольги, биксов, металлических пеналов и др. Контроль работы стерилизатора осуществляется несколькими способами: 1) персонал должен строго соблюдать и документировать установленный режим стерилизации; 2) о поддержании определенной температуры можно судить по изменению окраски химических индикаторов (либо индикаторных бумажек, либо порошков бензойной кислоты, мочевины, запаянных в ампулы), которые помещают на поверхности и в глубине стерилизуемого предмета; 3) должен регулярно проводится технический контроль аппаратуры соответствующей службой; 4) должен осуществляться 2 раза в году биологический контроль с помощью биотестов, приготовленных из термоустойчивых бацилл Bac. Stearothermophilus. Для проведения микробиологического контроля за предметами, подвергшихся стерилизации, производят посев кусочков материала, смывов с предметов на среды, позволяющие обнаружить аэробные и анаэробные бактерии, грибы (сахарный бульон, тиогликолевую среду, среду Сабуро). Отсутствие роста после 14 дней инкубации в термостате свидетельствует о стерильности предмета. 10. Проверка качества стерилизации. Контроль за стерильностью может проводиться прямым и непрямым (косвенным) способами. Прямой способ - бактериологический, проводится посев со стерильных предметов. Его производят следующим образом: в операционной вскрывается бикс, маленькими кусочками марли, увлажненной изотоническим раствором хлорида натрия, несколько раз проводят по белью, после чего их опускают в пробирку. Взятый таким образом материал направляют на бактериологическое исследование. Бактериологический контроль проводят один раз в 10 дней. Он является самым надежным методом контроля стерильности. Для непосредственного контроля стерильности материала применяются непрямые способы. Благодаря им можно оценить качество стерилизации каждого бикса. Непрямые методы основаны на закладывании в стерилизуемые биксы термоиндикаторов, которые показывают, прошел ли стерилизуемый материал определенный температурный режим. Для индикаторов используют вещества с определенной точкой плавления: бензойную кислоту (120°С), мочевина (132°С), тиомочевину (180°С). Их помещают в ампулы. Индикаторы закладывают вместе со стерилизуемыми предметами. Расплавление порошка и превращение его в сплошную массу свидетельствует, что температура стерилизации была равна точке плавления контрольного вещества или превышала ее. 11. Условия культивирования: температурный оптимум, аэрация, рН, скорость и характер роста. Для роста бактерий, кроме состава питательной среды, имеют значение кислотность среды, аэрация, температура, свет и влажность. Большинство бактерий растет при рН 6,8-8,0, т. е. в нейтральной среде. Поддержание нейтрального значения рН, особенно важно для кислотопродуцирующих бактерий. В процессе промышленного культивирования бактерий в больших объемах рН среды регулируется автоматически добавлением растворов бикарбоната натрия или щелочей. Газовый состав среды также важен для бактерий. Значительная часть из них нуждается в постоянном притоке молекулярного кислорода. Такие микроорганизмы объединены в группу облигатных аэробов. Меньшая часть бактерий - облигатные анаэробы - способны развиваться только в отсутствии кислорода. Однако большинство бактерий - факультативные анаэробы, они растут как в присутствии кислорода, так и без него. Для бактерий, культивируемых на плотных питательных средах или в небольших объемах жидких сред, достаточно кислорода, присутствующего в атмосфере. Для культивирования бактерий-аэробов в промышленных масштабах требуется принудительная аэрация путем продувания кислорода в реактор или ферментатор с культурой, а для культивирования анаэробов - создание бескислородных условий. Большинство известных микроорганизмов относится к мезофилам, температурный оптимум для которых лежит в интервале 25-37оС. Термофилы способны расти при 45-90оС, а психрофилы остаются жизнеспособными при 5-10оС. Отклонение температурного режима от оптимального неблагоприятно сказывается на жизнедеятельности бактерий. Поэтому культивирование их осуществляют в специальных шкафах-термостатах или термостатированных комнатах, где поддерживается оптимальная заданная температура. При культивировании бактерий в лабораторных и производственных условиях, для получения больших количеств биотехнологического продукта - вакцин, диагностикумов, биологически активных веществ, используют две различные технологические системы: постоянное (или периодическое) и непрерывное (или проточное) культивирование. В первом случае размножение бактерий происходит в закрытом сосуде до тех пор, пока плотность клеточной популяции не достигнет критической концентрации и не будут исчерпаны запасы питательной среды, а продукты метаболизма не начнут проявлять токсические свойства. В такой культуре размножение бактерий ограничено определенным числом популяций. В промышленных условиях часто используют второй вариант - проточное (или непрерывное) культивирование. При этом в реактор или ферментатор непрерывно, при перемешивании, поступает свежая питательная среда, а продукты метаболизма и накопившаяся бактериальная масса автоматически удаляются. Такое культивирование можно осуществлять в специальных аппаратах: хемостате и турбидостате, где необходимый объем питательной среды поступает автоматически, в зависимости от концентрации бактериальных клеток. Изотоничность питательной среды зависит от содержания неорганических солей. Для большинства бактерий изотоничной считается среда, концентрация натрия хлорида в которой составляет 0,5-0,6 %. Время выращивания (культивирования) бактерий зависит от времени очередного деления клеток данной популяции. 12. Понятие об асептике и антисептике (дезинфекция), контроль. Дезинфекция – процедура, предусматривающая обработку загрязненного микробами предмета с целью их уничтожения до такой степени, чтобы они не смогли вызвать инфекцию при использовании данного предмета. При дезинфекции погибает большая часть микробов (в том числе все патогенные), однако споры и некоторые резистентные вирусы могут остаться в жизнеспособном состоянии. Если отсутствует возможность подвергнуть предмет стерилизации, проводится дезинфекция. Например, нельзя простерилизовать бокс, в котором ведутся работы с заразным материалом, операционный стол, руки хирурга или оптиковолоконные микроскопы. После дезинфекции нет необходимости защищать продезинфицированный материал от попадания микробов извне. Различают 3 основных метода дезинфекции: тепловой, химический, УФ-облучение. Тепловая дезинфекция. Очень эффективным является действие горячей воды и насыщенного пара. Рекомендуется следующее время воздействия: при 800С – 10 мин, при 850С – 3 мин, при 900С – 1мин. При этом режиме погибают все вегетативные формы бактерий и большинство вирусов. Температура 1000С в течение 5 мин убивает все вегетативные формы бактерий и все вирусы. При добавлении в воду 2% натрия гидрокарбоната погибают и споры. Разновидностью тепловой дезинфекции является пастеризация – метод, созданный Л. Пастером и применяемый для обработки молока, соков, вина и пива. Химическая дезинфекция проводится с помощью различных дезинфицирующих веществ. Дезинфектанты действуют, например, растворяя липиды клеточных стенок (детергенты) или разрушая белки и нуклеиновые кислоты (денатураты, оксиданты). Ультрафиолетовое облучениепроводится с помощью специальных бактерицидных ламп (настенных, потолочных, передвижных) для обеззараживания воздуха, различных поверхностей в операционных, перевязочных, микробиологических лабораториях, предприятиях пищевой промышленности. Действие ультрафиолетовых лучей приводит к разрушению ДНК микробов в результате образования тиминовых димеров. Различают профилактическую дезинфекцию в эпидемическом очаге, которая осуществляется с целью предупреждения распространения различных болезней. При возникновении эпидемического очага проводят тукущую (во время вспышки) и заключительную (после ее окончания) дезинфекцию. Для профилактики внутрибольничных, и в особенности хирургических, инфекций применяют асептику и антисептику. Асептика– это комплекс мер, направленных на предупреждение попадания возбудителя инфекции в рану, органы больного при операциях, лечебных и диагностических процедурах. Асептика включает: стерилизацию и сохранение стерильности инструментов, перевязочного материала, операционного белья, перчаток и всего, что приходит в соприкосновение с раной: дезинфекция рук хирурга, операционного поля, аппаратуры, операционной и других помещений, применение специальной одежды, масок. К мерам асептики относится также планировка операционных (этаж, боксирование, вентиляция, кондиционирование воздуха). Антисептика– совокупность мер, направленных на уничтожение микробов в ране, патологическом очаге или в организме в целом, на предупреждение или ликвидацию воспалительного процесса. Антисептика включает различные методы: механические (удаление инфицированных некротизированных тканей, инородных тел), физические (дренирование ран, введение тампонов, наложение гигроскопических повязок), химические (применение антисептиков), биологические (использование протеолитических ферментов для лизиса нежизнеспособных клеток, применение бактериофагов, антибиотиков). Обычно применяют комплекс этих методов. | ||||||||||||||||||||||