контрольная работа по лабораторной диагностике. ветеринария. контрольная по лабораторной диагностике. Исследование функции почек. Показатели крови и мочи при различных патологиях почек
 Скачать 36.76 Kb.
|
|
Содержание: Изменения, связанные с нарушением правил получения и хранения образцов. Методы определения общего белка. Состояния, характеризующиеся повышением и снижением уровня Са в крови. Исследование функции почек. Показатели крови и мочи при различных патологиях почек. Динамика биохимических показателей крови при кетозе. 1. Биологический материал, получаемый от животных можно классифицировать на универсальный, такой как кровь, моча, кал и лимфа. Исследование химического состава данных биологических объектов, отражающих функцию многих органов и систем, может иметь важное диагностическое значение при значительном числе заболеваний. Исследуется данный материал также для установления общего состояния здоровья животных и уровня обмена веществ. Материал специальный (выпотные жидкости, рубцовое и желудочное содержимое, мокрота, биоптаты органов и др.) - отбирается и исследуется при определенных показаниях с целью дифференциации процесса и постановки диагноза. Например, выпотные жидкости, скапливающие в полостях необходимо получать и исследовать для установления типа экссудации (транссудат это, либо экссудат). Перечисленные выше биологические материалы наиболее широко используются в клинической биохимической практике. В настоящее время, особенно в медицине, уделяется внимание нетрадиционным биологическим объектам, таким как волосы, слюна, ногти и др. Например, установлен факт резкого (в 10 и более раз) падения содержания кальция в волосе при развитии инфаркта миокарда, что в настоящее время широко применяется в кардиологии. Химический состав биологического материала вариабелен. Он может за короткий промежуток времени значительно изменяться. Поэтому для получения сопоставимых результатов необходимо соблюдать ряд правил при отборе и хранении биологического материала. Это важно, так как нормативные значения определены с учетом этих правил. 1. Отбор материала необходимо производить с учетом суточной динамики. Кровь принято отбирать утром, до кормления. При повторном исследовании отбирать материал необходимо в одно и то же время. В течение 4часов после кормления концентрация некоторых субстратов (общий белок, глюкоза, липиды и ряд. других) повышена (к примеру, норма для содержания глюкозы в сыворотке крови у крупного рогатого скота колеблется в пределах 2,2 - 3,2 ммоль/л, однако в течение 1 - 2 часов после кормления ее концентрация может возрастать в 2-4 и более раз, при углеводном перекорме глюкоза может кратковременно появляться в моче). У некоторых видов животных: свиней и взрослых курей сразу после кормления ряд биохимических исследований в сыворотке крови невозможны вовсе из высокого содержания в ней жира и рядя др. веществ, придающих ей мутность. 2. Процесс отбора биологического материала должен быть максимально безболезненным и быстрым (беспокойство, болевая реакция, длительный венозный застой в месте инъекции значительно изменяют состав крови). 3. Взятие материала всегда проводят до лечебных процедур, особенно внутривенных инъекций электролитов, раствора глюкозы. Так же необходимо учитывать лекарственные препараты, которые вводились животному (например, вакцинация против КЧС живыми вакцинами приводит к снижению фагоцитарной активности нейтрофилов) 4. Полученный материал сразу же помещается в чистую и закрытую посуду. Контакт с внешней средой не допускается. В случае, если исследуемое вещество (например, билирубин, витамин В2 и др.) разрушаются на свету, биологический материал помещают в светонепроницаемый пакет или ящик. 5. Биологические процессы продолжаются и in vitro((с лат. — «в стекле») — это технология выполнения экспериментов, когда опыты проводятся «в пробирке» — вне живого организма. В общем смысле этот термин противопоставляется термину in vivo — эксперимент на живом организме (на человеке или на животной модели), поэтому их необходимо минимизировать. Для этого, если не используются консерванты, наиболее подходит низкая температура. Клеточные структуры сохраняют при температуре 4 - 8 0 С (не допуская замораживания). Сыворотку, плазму и другие без клеточные биологические материалы лучше сразу после получения замораживать и транспортировать в таком виде. Считается, что при температуре -25 0 С активность ферментов минимальна. Для каждого определяемого показателя при определенных условиях существуют максимальные сроки хранения (указываются обычно в методиках). Кровь - основной объект клинической биохимии, наиболее часто подвергаемый биохимическому исследованию. Пробы крови берут у животных перед кормлением или через 5 - 6 часов после кормления. Различают стабилизированную кровь, предохраненную от свертывания посредством внесения в нее стабилизатора (антикоагулянта). Она используется для получения плазмы и форменных элементов. В качестве антикоагулянтов применяют различные соли, осаждающие ионизированный кальций и другие катионы двухвалентных металлов, необходимых для свертывания крови, а так же вещества животного происхождения (гепарин, герудин), блокирующих вторую фазу свертывания. Наиболее часто используются следующие антикоагулянты : соли щавелевой кислоты (калия или натрия оксалаты) в количестве 10 - 20 мг 10 мл крови или 0,15 мл 10 %-ного раствора; натрий лимоннокислый прибавляют из расчета 16 мг на 10 мл крови, в 3,2 %-ном растворе берут одну часть на 19 частей крови; трилон Б (динатривая или дикалевая соль ЭДТА - этилендиаминтетрауксусной кислоты) - 10 мгна 10 мл крови или 0,1 - 0,2 мл 10 %-ного раствора (3 - 4 капли на пробирку); гепарин берут из расчета 50 ЕД на 10 мл крови (1-2 капли из иглы для внутрикожных инъекций). При добавлении раствора антикоагулянта вносимый объем учитывается, т.к. он влияет на гематокритную величину. Химическое вещество, входящее в состав антикоагулянта при анализе не определяется. Цельная кровь и другой клеточный биологический материал доставляется в лабораторию в термосе при 4 - 8°С. Разделение крови на плазму и форменные элементы проводят путем отстаивания и центрифугирования стабилизированной крови при 500 - 800 g 10 - 20 мин. Для получения сыворотки кровь отбирают в сухие чистые пробирки. Кровь при комнатной температуре сворачивается в течение 5-11 минут и при дальнейшем стоянии расслаивается. Над сгустком собирается сыворотка. Для ускорения отделения сыворотки в лаборатории свернувшуюся кровь отделяют от стенок пробирки спицей из нержавеющей стали и помещают в термостат при температуре 37 - 38 °С (на 15 - 45 мин). Отделившуюся сыворотку выливают в центрифужные пробирки и центрифугируют при тех же условиях, что и плазму. При определении значительного количества веществ в крови (например, глюкозы, мочевины, кальция, фосфора, аскорбиновой кислоты, каротина и ряда др.) необходимо освободить ее от белка. Достигается это посредством осаждения белка под действием определенных химических реактивов. В качестве универсального осаждающего раствора в лабораторной практике используются 5 - 40 % растворы трихлоруксусной кислоты (ТХУ). Концентрация ТХУ выбирается в зависимости от степени осаждения. Конечная концентрация ее должна составлять 2,5 - 5 %. Наиболее часто сыворотку разводят в определенной пропорции дистиллированной водой и затем добавляют равное количество 10 % ТХУ (например, в пробирку вносится 0,1 мл сыворотки, 0,4 мл дистиллированной воды и 0,5 мл 10 % ТХУ). Хорошо осаждаются белки при смешивании сыворотки или плазмы крови с 96 % этанолом в соотношении 1:3. Если сыворотка, плазма или безбелковый фильтрат получены на ферме, то в лабораторию они доставляются в замороженном состоянии. Дефектом, искажающим результаты исследований по целому ряду показателей, является гемолиз (лизис форменных элементов) крови. Признакам его является равномерное окрашивание отстоявшейся плазмы или сыворотки в вишнево-красный цвет (за счет гемоглобина). Гемолизированная сыворотка практически, не для каких исследований не пригодна. Наиболее частыми причинами гемолиза являются: - взятие крови в шприц (вакуум, создающийся в шприце при оттянутом поршне, разрушает мембраны эритроцитов); - вспенивание крови при взятии, когда струйка крови направляется не по стенке пробирки, а на дно; - взятие крови в холодную пробирку, с наличием на стенках конденсата или замерзание ее при транспортировке в холодное время года; - центрифугирование на больших оборотах центрифуги (более 1000 g). Подготовка мочи для исследований. Мочу у животных получают несколькими способами: при естественном акте мочеиспускания; посредством катетеризации; при помещении мелких животных в специальные клетки. При этом посуда должна быть чистой и сухой. Для проведения обычных качественных тестов подходит произвольно взятая порция мочи. При подозрении на сахарный диабет получают мочу через 2 - 3 часа после дачи корма. При подозрении на нефрит анализу подвергают утреннюю порцию мочи, поскольку она имеет более высокую относительную плотность и низкий уровень рН. Лучше всего исследовать свежеполученную (не более 2 ч после взятия) мочу, но если такой возможности нет, то хранят ее в закрытой посуде в холодильнике (не более 36 часов) или консервируют, используя следующие вещества (рис): - толуол - 2 мл на 100 мл мочи; - тимол (1-2 кристалика на 100-150 мл мочи), может давать ложноположительную пробу на белок; - хлороформ или формалин (1- 2 капли на такое же количество); - борная кислота (0,3 г на 120 мл мочи. При проведении бактериологического исследования консервированная моча непригодна. Подготовка полостных жидкостей для исследований. По характеру полостные жидкости, которые скапливаются в полостях организма, делят на экссудаты и транссудаты. Получают их путем прокола стенки соответствующей полости. В лабораторию доставляют все количество пунктата, если его получено меньше 1л. При большем объеме доставляет последнюю порцию (до 1 л), так как она наиболее богата клеточными элементами. Полученную выпотную жидкость помещают в чистую, сухую посуду, добавляют стабилизаторы (натрия цитрат - 1 мг/мл, гепарин) и подвергают исследованию. Подготовка для биохимического исследования содержимого желудка и рубца. Желудочное и рубцовое содержимое получают посредством зондирования. Необходимо извлекать его под действием вакуума и недопустимо исследование содержимого, полученного путем промывки. Рубцовое и желудочное содержимое сохраняется при температуре 4 - 80 С, никакие химические консерванты не используются. Получение тканей и предварительная подготовка их для биохимического анализа. Изучение метаболизма тканей и органов в процессе развития заболеваний может иметь важное диагностическое значение и осуществляется посредством биопсии. Биопсия - прижизненное получение ткани (биоптата) органа для гистологического и химического исследования. В лаборатории из биоптатов готовят гомогенаты. Для приготовления гомогенатов применяют изотонические растворы: 0,25 М глюкозы, 0,88 М сахарозы, 0,9 натрия хлорида. Гомогенаты получают двух типов: с разрушенными и не разрушенными клеточными органеллами. Для получения гомогенатов биоптаты отмывают от крови физиологическими жидкостями, удаляют соединительнотканные прослойки и измельчают (гомогенизируют) сначала ножницами, а затем в гомогенизаторах. Измельчения и разрушение клеток можно достичь многократным размораживанием и оттаиванием ткани, а также ультразвуком. Получение и предварительная подготовка спинномозговой жидкости для биохимического анализа. Ликвор (спинномозговую жидкость) подвергают исследованию с целью диагностики и дифференциальной диагностики болезней нервной системы, в первую очередь при органических поражениях головного и спинного мозга (менингоэнцефалит, менингомиелит, кровоизлияния, новообразования и др.). Ликвор исследуют сразу же после получения, т.к. через 10-12 ч хранения спинномозговая жидкость обычно мутнеет и изменяются ее химические свойства. Не замораживать. 2. Белки сыворотки крови представляют собой гетерогенную группу белков, включающую транспортные белки, ферменты, иммуноглобулины, гормоны, белки-ингибиторы и многие другие. Несмотря на различия в составе, структуре, физических и химических свойствах и выполняемой функции, белкам сыворотки присущ ряд общих характеристик: содержат атомы углерода, водорода, кислорода, азота; состоят из аминокислот, соединенных пептидными связями; обладают поглощением в ультрафиолетовой области спектра; сходно ведут себя в ряде химических реакций. Исходя из этих общих свойств и были разработаны методы определения белка в биологических жидкостях. Методы определения общего белка Среди методов определения концентрации общего белка можно выделить несколько основных групп, основанных на различных принципах: азотометрические; гравиметрические (весовые); «преципитационные»; спектрофотометрические; рефрактометрические; колориметрические. Кроме перечисленных выше разработаны также другие методы, например, флюориметрические, поляриметрические, а также методы атомно-абсорбционной спектрофотометрии и аминокислотного анализа белка. Азотометрические методы Азотометрические методы определения общего белка сыворотки основаны на определении количества белкового азота, образующегося при разрушении аминокислот, входящих в состав белков. Впервые метод был предложен Кьельдалем в 1883 году. В методе Кьельдаля, в настоящее время представляющем в целом исторический интерес, азот, содержащийся в составе белков, окисляют до иона аммония и его количество определяют титрованием точным раствором соляной кислоты. Кроме того, ион аммония может быть определен реактивом Несслера, манометрическим методом после превращения иона аммония в молекулярный азот под действием гипобромита или с помощью оптического теста Варбурга при участии фермента глутаматдегидрогеназы. Исходя из того, что белки из биологических объектов содержат в среднем 16 % азота, полученное в результате анализа количество азота умножают на коэффициент 6,25. Исторически используют фактор 6,25, хотя его величина зависит от белкового состава исследуемого образца. Для отдельных фракций белка в сыворотке или плазме величина фактора колеблется в диапазоне от 5,69 до 6,52. Недостатком азотометрических методов является длительность и сложность процедуры, даже при том, что аммиак, образующийся в реакции, можно определять ферментативным методом. Автоматизация позволяет использовать этот метод в ряде случаев в качестве метода сравнения из-за его достаточной точности и воспроизводимости. Гравиметрические методы Гравиметрические (весовые) методы определения общего белка сыворотки основаны на высушивании белков до постоянной массы и взвешивании на аналитических весах. Методы трудоемки и в настоящее время практически не используются для определения общего белка сыворотки. Гравиметрический метод продолжает использоваться в некоторых лабораториях для определения фибриногена в плазме крови. «Преципитационные» методы «Преципитационные» методы определения общего белка основаны на снижении растворимости белков и образовании суспензии взвешенных частиц под воздействием различных агентов. О содержании белка в исследуемой пробе судят либо по интенсивности светорассеяния (нефелометрический метод анализа), определяемого числом светорассеивающих частиц, либо по ослаблению светового потока образовавшейся суспензией (турбидиметрический метод анализа). Результаты данной группы методов зависят от множества факторов: скорости смешивания реактивов, температуры реакционной смеси, значения рН среды, присутствия посторонних соединений, способов фотометрии. Тщательное соблюдение условий реакции способствует образованию стабильной суспензии с постоянным размером взвешенных частиц и получению воспроизводимых результатов. «Преципитационные» методы для определения белка в сыворотке крови не получили признания и нашли применение при определении белка в моче, спинномозговой жидкости и многих индивидуальных белков с использованием специфических антител. Спектрофотометрические методы Спектрофотометрические методы определения общего белка сыворотки крови основаны на измерении светопоглощения в ультрафиолетовой области. Растворы белка обладают поглощением при 270–290 и 200–225 нм. Поглощение при 270–290 нм определяется присутствием в молекуле белка ароматических аминокислот — тирозина, триптофана и фенилаланина. Поглощение при 200–225 нм практически в 20 раз выше, чем при 280 нм, и обусловлено главным образом пептидными связями. Точность и специфичность методов определения белка, основанных на поглощении при 270 –290 нм, невелика, поскольку содержание тирозина и триптофана может колебаться в различных белках сыворотки крови. Кроме того, присутствие в сыворотке свободных аминокислот — тирозина и триптофана, мочевой кислоты и билирубина, поглощающих при 280 нм, вносит определенную погрешность. В связи с этим данный метод не используют для прямого определения содержания общего белка в сыворотке. Напротив, поглощение в ультрафиолетовой области — 200 – 225 нм обусловлено в основном пептидными связями, в связи с чем величина поглощения различных белков сыворотки различается незначительно. В этом спектральном диапазоне закон Бера соблюдается при концентрации белка в сыворотке до 120 г/л. Определение общего белка сыворотки крови с помощью прямой фотометрии при 210 нм обеспечивает получение результатов, сравнимых с биуретовым методом и методом Кьельдаля. В то же время данный метод практически не применяется из-за необходимости использования кювет, не поглощающих при 210 нм, и монохроматора, что удорожает метод. Рефрактометрические методы Рефрактометрические методы определения общего белка сыворотки основаны на способности растворов белка к преломлению светового потока. При температуре 17,5 °С показатель преломления воды равен 1,3332, при той же температуре показатель преломления сыворотки колеблется в пределах 1,3480–1,3505. В связи с тем, что концентрация электролитов и небелковых органических соединений, влияющих на ее преломляющую способность, невелика и достаточно постоянна в сыворотке здорового человека, величина показателя преломления сыворотки крови зависит в первую очередь от содержания в ней белков. Калибровку прибора проводят сывороткой с известной концентрацией белка. Простота делает рефрактометрию удобным методом для определения содержания общего белка в сыворотке крови, хотя при ряде заболеваний, в частности, при сахарном диабете, хронической почечной недостаточности его использование может приводить к существенной ошибке. Колориметрические (фотометрические) методы Колориметрические методы определения общего белка основаны на цветных реакциях белков с хромоген-образующими реактивами или на неспецифическом связывании красителя. Среди колориметрических методов определения концентрации общего белка сыворотки наиболее распространенным считается биуретовый метод, основанный на так называемой «цветной биуретовой реакции», в ходе которой белки реагируют в щелочной среде с сульфатом меди с образованием соединений, окрашенных в фиолетовый цвет, интенсивность окраски зависит от концентрации общего белка в сыворотке. Биуретовый метод определения общего белка в сыворотке крови был утвержден в качестве унифицированного в 1972 г. Колориметрические методы определения общего белка сыворотки крови достаточно просты и относительно дешевы. К недостатку метода относится интерферирующее действие некоторых веществ (в том числе лекарств). Другие методы определения общего белка сыворотки крови Флюориметрические и другие современные методы определения общего белка (например, поляриграфический микрометод или атомно-абсорбционный анализ) обладают высокой чувствительностью и специфичностью, однако необходимость ввода специальной аппаратуры, а иногда и специальной квалификации аналитика наряду с достаточно высокой стоимостью определения делает этот метод достоянием научно-исследовательских учреждений и значительно ограничивает его использование в клинической лаборатории. 3.Уровень кальция, как и фосфора, в сыворотке крови животных в основном регулируется следующими механизмами: 1) витамин D стимулирует всасывание и тормозит экскрецию кальция и фосфора с мочой. Его недостаток в выраженных случаях приводит к гипокальцемии и гипофосфатемии, а избыток — к гиперкальцемии и гиперфосфатемии; 2) паратгормон способствует мобилизации фосфорнокальциевых солей из костной ткани, стимулирует реабсорбцию кальция и тормозит реабсорбцию фосфора в почках, что ведет к гиперкальцемии на фоне гипофосфатемии; 3) кальцитонин с-клеток щитовидиой железы действует противоположно паратгормону: способствует петрификации костей, ведет к гипокальцемии и гиперфосфатемин (усиливается реабсорбция фосфора в почках); 4) состояние и уровень потребления и метаболизма кальция и фосфора в костной ткани. При усилении резорбции минерального компонента костной ткани содержание кальция и фосфора в крови возрастает, а при усилении синтетической активности костной ткани снижается; 5) ацидотическое состояние способствует деминерализации, а алкалоз — эбурнеации костной ткани. Гиперпаратиреоидизм при ацидозе может протекать без гиперкальцемии, а при гипокальцемии — без тетании. Кальций всасывается в основном в переднем отделе тонких кишок. На этот процесс влияют обеспеченность витамином D, углеводами, концентрация водородных ионов (pH) в кишечнике, растворимость соединений кальция и другие факторы. Кислая среда усиливает, а щелочная тормозит абсорбцию кальция. При нормальной кислотности в желудочно-кишечном тракте кальциевые соли органических кислот превращаются в хлориды кальция, хорошо диссоциирующие при нормальном pH (рис. 14). Труднорастворимые соли кальция лучше усваиваются под воздействием желчи (холевой, дезоксихолевой, таурохолевой и гликохолевой кислот). Повышенное содержание в кормах солей щавелевой кислоты сильно тормошит всасываемость кальция. Так, И.М. Беляков экспериментально вызвал тяжелую остеомаляцию у овцематок романовской породы дачей щавелевой кислоты, вводя ежедневно ее в рацион в дозе 10 г. Гиперкальцемия у животных явление редкое и проявляется в различной степени после кормления, при гиперпаратиреоидизме (до 30 мг%), гипервитаминозе D, деформирующем артрите быков, опухолях, гипофосфатемии, лейкозах, гипертиреоидизме, акромегалии, интерстициальной пневмонии, гемоциркуляторной недостаточности (вследствие повышения CO2 в крови), желтухе, перитонитах, гангрене. Гипокальцемия у молодняка, особенно у поросят, наблюдается: при снижении общего кальция ниже 9 мг% (спазмофилия), голодании, родильном парезе коров, остеомаляции, рахите, заболеваниях почек, избытке в рационах фосфатов, оксалатов, а также капусты, турнепса; куузики, обладающих ингибирующим действием на щитовидную железу; при недостаточной секреции ею кальцитонина; недокорме, гипопаратиреоидизме, диареях, остром панкреатите, сепсисе, хронической гематурии крупного рогатого скота, лейшманиозе, после применения кортизона, фтористых препаратов, четыреххлористого углерода, а также при гипонатриемии и ренальных гиперфосфатемиях. При бронхопневмониях гипокальцемия обычно отмечается всегда и тем сильнее, чем тяжелее протекает болезнь. 4. В связи с тем, что почки обеспечивают в первую очередь гомеостаз организма, то практически все факторы, которые могут его нарушить, вовлекают органы мочеотделения в целом и почки в частности в патологический процесс. Различные стресс-факторы вызывают снижение резистентности организма и способствуют проявлению вирулентности условно-патогенной микрофлоры. Токсины, образуемые этими микроорганизмами, вызывают аллергические и аутоиммунные реакции в почках с последующим развитием в них воспалительных и дистрофических процессов. Болезни почек делят на три основные группы: диффузный гломерулонефрит как инфекционно- или токсикоаллергическое заболевание; токсические и инфекционные поражения без выраженных изменений реактивности организма (нефронекроз, эмболический или геморрагический нефрит); дистрофические заболевания почек, развивающиеся при нарушениях обмена веществ, интоксикациях, хронических инфекциях. Следует иметь ввиду, что точно диагностировать все эти заболевания возможно только на основании результатов морфологических исследований. К сожалению, прижизненное гистологическое или гистохимическое исследование почек у животных для нас пока что является неосуществимым. Вместе с тем, выход из такой ситуации представляется в использовании биохимических методов исследования, поскольку практически при всех этих заболеваниях происходит повреждение клубочков и канальцев почек. Эти повреждения устанавливают на основании общего клинического анализа мочи и определения некоторых биохимических показателей крови. ОКА мочи включает: физические свойства (количество, цвет, прозрачность, консистенция, запах, относительная плотность); химические свойства (рН, белок, глюкоза, билирубин, уробилиноген, кетоновые тела, гемоглобин, кровь и др.); микроскопию мочевого осадка. Существенным недостатком лабораторного анализа является исследование случайной порции мочи (в медицине исследуют обычно суточную мочу) и использование качественных, в лучшем случае - полуколичественных, методик. Правда, такие исследования значительно облегчаются при использовании диагностических тест-полосок, производство которых налажено в РБ. При исследовании крови о функции почечных клубочков можно судить по содержанию, в первую очередь, креатинина и мочевины. Креатинин - компонент остаточного азота, в синтезе которого принимают участие аминокислоты. Он, будучи беспороговым веществом, выделяется с мочой. Уровень креатинина в крови определяется в основном мышечной массой и, что для нас очень важно, выделительной способностью почек. Если функция почек нарушена, то концентрация креатинина в крови значительно возрастает. Что касается мочевины, то она синтезируется, главным образом в печени, как продукт дезаминирования аминокислот. Мочевина свободно проникает через мембрану почечного фильтра и выделяется с мочой. Ее концентрация в крови значительно возрастает при нарушении функции клубочков. Однако следует иметь ввиду, гиперурикемия может быть и следствием потребления больших количеств белка, чрезмерного его распада, непроходимости кишечника, патологии печени, заболеваемости животного дизентерией или некоторыми тяжелыми инфекциями. Для дифференциации поражений печени от патологии почек рассчитывают соотношение концентрации азота мочевины к количеству остаточного азота. В норме оно составляет около 0,5. При почечной недостаточности коэффициент возрастает, а при гепатите - снижается. Поскольку почки участвуют также в водно-электролитном и минеральном обменах, то определение их показателей (калий, натрий, магний, кальций, фосфаты) также представляется диагностически информативным. 5. Кетонемия - содержание в крови кетоновых тел. Нарушение липидного обмена может приводить к накоплению в организме кетоновых или ацетоновых тел (кетоз). К кетоновым телам относят ацетоуксусную кислоту (ацетоацетат) -СН3СОСН2СООН, Р- гидроксимасляную кислоту ф-гидроксибутират) - СН3СНОНСН2СООН и ацетон - СН3СОСН3. Кетоновые тела являются естественными продуктами обмена веществ, образующимися своими метаболическими путями и имеющими важное энергетическое значение. Кетоновые тела синтезируются из ацетил-KoA, образующегося в результате Р-окисления свободные жирных кислот, из глюкозы или в результате ацилирования уксусной кислоты, образующейся в значительном количестве в рубце жвачных животных, а также в процессе метаболизма аминокислот. При ненарушенном обмене веществ и достаточном количестве углеводов ацетил-KoA окисляется в цикле Кребса и образующиеся сравнительно небольшие количества кетоновых тел будут утилизироваться в тканях. При «патологическом» кетозе происходит нарушение обычных метаболических путей и их взаимосвязей, приводящих к преобладанию процесса синтеза кетоновых тел над их утилизацией и резкому накоплению их в биологических жидкостях. В тяжелых случаях может развиваться «кетоацидоз». Ацетоуксусная и Р-гидроксимасляная кислоты являются довольно сильными органическими кислотами (рК=3,8) и они полностью диссоциированы при pH организма. Значительное накопление кетоновых тел может превышать буферную емкость систем крови и привести к понижению рН. Кетоз может наблюдаться не только при нарушении липидного, но и других обменов, однако в любом случае биохимической основой накопления кетоновых тел является резкое увеличение образования ацетил-КоА. Нарушение обмена кетоновых тел приводит к резкому увеличению их в крови (гиперкетонемия). Она обычно сопровождается увеличением их в моче (кетонурия) и в молоке (кетолактия). Если в крови здоровых коров содержится, например, 2- 7мг % кетоновых тел, молоке 6-8 мг %, рубцовой жидкости 2-4 мг %, моче 7-10 мг % то при кетозе оно может увеличиваться в крови до 50- 150 мг %, моче 250-300 мг %, молоке до 20-30 мг %, содержимом рубца 40-80 мг %. Наличие положительной корреляции между тел в крови и молоке. Позволяет для ранней диагностики кетозов проводить исследование молока. Список литературы 1. Бессарабов Б.Ф. Лабораторная диагностика клинического и иммунобиологического статуса у сельскохозяйственной птицы: учебник / Б.Ф. Бессарабов, С.А. Алексеева, Л.В. Клетикова. – М.: Колос, 2008. 2. Коробов А.В. Словарь ветеринарных терминов по клинической диагностике и внутренним незаразным болезням: учебное пособие. – СПб.: Лань, 2007. 3. Медведева М.А. Клиническая ветеринарная лабораторная диагностика: справочник для ветеринарных врачей. – М.: Аквариум, 2009. 4. Мейер Д. Ветеринарная лабораторная медицина. Интерпритация и диагностика/ Д. Мейер, Дж. Харви – М.: Софион, 2007. 5. Кондрахин И.П. Методы ветеринарной клинической лабораторной диагностики/ И.П. Кондрахин, А.В. Архипов, В.И. Левченко и др. – М.: КолосС,2004. 6. Практикум по клинической диагностике болезней животных: учеб. пособие/ Под ред. Е.С. Воронина. – М.: КолосС, 2003. 7. Уиллард М.Д. Лабораторная диагностика в клинике мелких домашних животных/ М.Д. Уиллард, Г. Тведтен, Г.Г. Торнвальд. – М.: Аквариум, 2004. 8. Уша Б.В. Клиническая диагностика внутренних незаразных болезней животных: учебник/ Б.В. Уша, И.М. Беляков, Р.П. Пушкарев. – М.: КолосС, 2004. |