Лабораторные животные в вирусологии. Вирусология лаб. Лабораторные животные и их использование в вирусологии

• Название: Лабораторные животные и их использование в вирусологии
• Анкор: Лабораторные животные в вирусологии
• Дата: 25.09.2020
• Размер: 0.79 Mb.
• Имя файла: Вирусология лаб.docx
• Тип: Документы; #139634

ЛЗ №4

ТЕМА: «Лабораторные животные и их использование в вирусологии»

Цель занятия: Ознакомление с целями использования лабораторных животных в вирусологии, требованиями к лабораторным животным, методами экспериментального заражения лабораторных животных и методикой вскрытия трупов лабораторных животных и взятия от них патматериала.

1. Опишите содержание и кормление лабораторных животных.

Лaбopатopных животных размещают так, чтобы с одной стороны было обеспечено функционирование всех систем организма в пределах физиологической нормы, с другой - исключено взаимное перезаражение и распространение инфекции за пределы вивария.

Виварий для лабораторных животных должен иметь :

• 
  основное помещение для животных,
  
• 
  моечную (с боксом, сушиль­ными и стерилизационными установками),
  
• 
  кухню для приготовления корма с одним по крайней мере столом, оборудованным для приготовления корма, и холодильником для скоропортящихся продуктов,
  
• 
  кладовую,
  
• 
  операционную,
  
• 
  гардероб и санитарное помещение для обслуживающего персонала.
  

Запасы корма следует хранить в специальных помещениях. В местах содержания опытных животных желательно иметь гигрометр и термометр.

Животных содержат в виварии с учетом их физиoлoгическoй пoтpебнoсти в освещенности и температуре.

• 
  Taк, мышам, крысам нужны полумрак и температура воздуха oколо 20^о С,
  
• 
  морским свинкам, кролика и курам -.дневной свет и температура в пределах 16-23, 14-18 и не ниже 0^о C соответственно.
  

Мышей, крыс, хомяков и морских свинок в период опыта рекомендуется содержать в стеклянных банках с крышкой из проволочной сетки или перфорированного листового железа. Это облегчает наблюдение за ними, а банки легко чистить и дезинфицировать.

Плoтнoсть посадки должна сoставлять примерно 1 г массы лaбopaтopных животных на 1 см² дна клетки.

В качестве подстилки применяют материалы, которые адсорбируют влагу и могут быть использованы животными для постройки гнезда:

• 
  стружку для мышей, крыс, хомяков, морских свинок, хорьков, кур;
  
• 
  опилки для крупных мышей, крыс, хомяков, хорьков, кур;
  
• 
  солому для хомяков, морских свинок, кроликов, собак, кур;
  
• 
  мякину для мышей, крыс;
  
• 
  сено для мышей, крыс, хомяков, хорьков, кур;
  
• 
  песок для кур.
  

Следует использовать такую подстилку, которая образует как можно меньше пыли, так как последняя может привести к заболеванию органов дыхания. Любую подстилку необходимо предварительно стерилизовать при 100 °С в течение 30 мин.

Если виварий один, зараженных животных содержат изолированно от здоровых и с последних начинают уборку помещения и кормление.

Для ухода за зараженными животными используют отдельный инвентарь и кормушки.

Лучше иметь 2 вивария: для содержания здоровых и зараженных животных.

Обслуживающий персонал при работе в виварии пользуется спецодеждой:

• 
  Халат
  
• 
  Резиновые перчатки
  
• 
  Фартук
  
• 
  Непромакаемая обувь
  

В виварии ежедневно дезинфицируют инвентарь и проводят влажную уборку с применением дезинфицирующих веществ. По окончании эксперимента клетки дезинфицируют, погибших животных обезвреживают сжиганием в печах или автоклавированием.

Кормление:

Животных обеспечивают регулярным и полноценным кормлением и постоянно питьевой водой.

При составлении рациона для лабораторных животных необ­ходимо исходить из ряда условий:

• 
  потребность животных данного вида,
  
• 
  предельно допустимые количества ингредиентов
  
• 
  и их соответствие оптимальным условиям питания в периоды повышенной потребности.
  

Большую роль в рационе играют витамины, которые доставляются животным в молоке, рыбьем жире, зеленых кормах (морковь, трава и др.). В рацион крыс, помимо указанного, обязательно включается мясо.

2. Опишите методы маркировки лабораторных животных

Метка является непременным условием использования животных в эксперименте. На клетке, в которой помещены зараженные животные, укрепляют бирку с надписью, отражающей использованный для заражения вирус (или номер экспертизы исследуемого патологического материала), количество зараженных животных, дату заражения и, если надо, другие сведения.

Для животных разных видов применяют разные способы индивидуальной метки.

• 
  Для крупных животных и кур используют металлические бирки со штампованным номером. Бирки надевают на корень уха (кроликам), вставляют в ушную раковину по типу серьги (морским свинкам), надевают на ногу – окольцовывают (курам).
  
• 
  При использовании в эксперименте небольшой группы животных и при непродолжительном сроке его можно выстригать шерсть знаками на спине, бедрах (у кроликов).
  
• 
  Морских свинок можно различать по окраске, которую регистрируют в рабочем журнале.
  
• 
  Метка белых мышей, белых крыс может быть проведена ампутацией отдельных пальцев на передних или задних конечностях, каждый из которых соответствует тому или другому порядковому номеру: на передних лапах – единицам, на задних – десяткам.
  
• 
  Однако чаще пользуются методом нанесения цветных пятен на непигментированную шерсть.
  
  • 
    Н асыщенный раствор пикриновой кислоты лучше других красителей (растворов фуксина, бриллиантовой зелени) удерживается на шерсти и коже животных.
    
  • 
    Цветные метки ставятся в местах, соответствующих определенному порядковому номеру животного.
    

Так, если тело животного мысленно разделить на три продольные части (левый бок, спина, правый бок), то нанесение цветных пятен начинают с левого верхнего угла, т. е. лопатки, и это будет соответствовать 1 (рис. 8). Тогда, двигаясь назад, левый бок соответствует 2, а левое бедро – 3, далее затылок – 4, спина – 5, область репицы – 6, правое плечо – 7, правый бок – 8, правое бедро – 9. Используя два цвета красителей, можно дать обозначения одним из них – единиц, другим – десятков.

3.Заполните таблицу

№	Вид лабораторного животного	Метод фиксации лабораторного животного	Место взятия крови
1	кролик	помещают на стол в левом боковом положении, головой вправо от оператора. в лежачем положении на спине или животе. Фиксация головы кролика. Для этого удобно пользоваться боксом, имеющим вид ящика с верхней выдвижной крышкой	Из наружной яремной вены
2	Морские свинки	В лежачем положении на спине или животе. Фиксация морской свинки руками	кровь в количестве 0,3—0,5 мл получают после нанесения насечек на край уха или прокола мягких по­душек лапы.
3	Крысы	Складку кожи в области затылка захватывают корнцангом, плотно прижимая голову животного к поверхности стола. Другой рукой берут хвост крысы и, приподняв ее над поверхностью стола, держат в таком положении, чтобы голова слегка оттягивалась корнцангом	ампутация кончика хвоста пос­ле продолжительного прогревания его в воде температуры 45—50°С или протирания ксилолом Есть способ, позволяющий получить у крыс 0,5—1 мл крови из венозного сплетения, лежащего в орбите, позади глазного яблока. Взятие крови производят стеклянной пипеткой с оттянутым капилляром.
4	Белые мыши	без помощника фиксируют захватываю складку кожи между ушами пинцетом Пеано, который в свою очередь укрепляют, набрасывая его кольца на держатели штатива Бунзена или на стоящую в обычном штативе пробирку Возможна фиксация одной рукой.	• ампутация кончика хвоста после продолжительного прогревания его в воде температуры 45—50°С или протирания ксилолом

4. Заполните таблицу

№	Вид лабораторного животного	Способы заражения, доза материала для заражения	Краткое описание способа (картинка)
1	Кролик	Внутривенно, 5,0 мл Внутрикожно, 0,1мл Интраназально, 1,0мл Скарификация кожи, слизистых оболочек Внутримышечно, 5,0мл Интроокулярно Интрацеребрально 0,3мл	Внуривенное Для этого способа заражения у кроликов используют краевую вену уха. Внутрикожное заражение. Накануне введения шерсть на боку или спине животного (кролики, морские свинки) подстригают, а затем выбривают. Тонкую иглу вводят острым углом в приподнятую складку кожи под эпидермис. Жидкость вводят в объеме 0,1-0,2 мл, при этом используют туберкулиновый шприц. В результате на месте введения поверхностный слой эпидермиса приподнимается в виде бугорка. Внутримышечное заражение. Материал вводят длинной иглой глубоко в мышцу бедра. Интрацеребрально. Кроликов и морских свинок заражают путем прокола тонкой кости в области надглазничной борозды. Испытуемый материал необходимо вводить медленно, чтобы не вызвать резкого повышения внутричерепного давления и предупредить обратный выход вводимого материала.
2	Морская свинка	Внутрикожный, 0,1мл Подкожный, 3,0мл Внутримышечный, 2,0мл Внутрибрюшинный, 5,0мл Внутривенный, 2,0мл Интраназанальный, 0,3мл Интрацеребральный, 0,05мл	Внутрикожный.Кожную складку, захваченную большим и указательным пальцами левой руки, приподнимают и в ее основание параллельно поверхности тела вводят иглу со шприцем. Местом инъекции, как правило, у большинства животных является область спины, бока, плеча, лопатки и реже боковой стенки грудной клетки (собака), коленной складки (морская свинка). Подкожный. У кроликов и морских свинок подкожные инъекции удобно делать на спине и животе.
3.	Мыши и крысы	Внутрикожный, 0,02/0,05мл Подкожный, 0,5/3,0ил Внутримышечный, 0,3/1,0мл Внутрибрюшинный, 1,0/2,0мл Внутривенный, 1,0/2,0мл Интраназанальный, 0,03/0,1мл Интрацеребральный, 0,02/0,03мл	Подкожный Внутрибрюшинный Интрацеребральный

5. Преимущества и недостатки культивирования вирусов в организме лабораторных животных по сравнению с другими методами

Преимущество данного метода перед другими состоит в возможности выделения тех вирусов, которые плохо репродуцируются в культуре или эмбрионе. К его недостаткам относятся контаминация организма подопытных животных посторонними вирусами и микоплазмами, а также необходимость последующего заражения культуры клеток для получения чистой линии данного вируса, что удлиняет сроки исследования.

Недостатками метода являются невосприимчивость животных ко многим вирусам, наличие собственной микрофлоры.