Главная страница
Навигация по странице:

  • Дополнительные материалы

  • Конфликт интересов

    		•

    перевод_статья_5. Исследование (gwas) агрономических признаков и содержания фенолов в генотипах сорго (Sorghum bicolor. L)


    Скачать 1.02 Mb.
    НазваниеИсследование (gwas) агрономических признаков и содержания фенолов в генотипах сорго (Sorghum bicolor. L)
    Дата28.04.2023
    Размер1.02 Mb.
    Формат файлаpdf
    Имя файлаперевод_статья_5.pdf
    ТипИсследование
    #1096321
    страница3 из 3
    1   2   3
    5. Выводы
    В этом исследовании был проведен анализ GWAS популяции сорго, включающей генетические ресурсы и мутантные линии по четырем агрономическим признакам (HD, PH, SC и DY) и семи фенольным соединениям (TPC, лютеолинидин диглюкозид, лютеолин глюкозид, апигенидин глюкозид, лютеолинидин глюкозид). , апигенинидин и 5-O-Me лютеолинидин). Результаты показали значительные различия в трех агрономических признаках (HD, PH и DY) и шести фенольных соединениях
    (TPC, лютеолинидин диглюкозид, лютеолин глюкозид, апигенидин глюкозид, лютеолинидин и 5-O-Me лютеолинидин) 96 генотипов сорго. Исследование показало, что GWAS является мощным инструментом для выявления генетических факторов, которые способствуют возникновению этих важных признаков. Используя 192 040 отфильтрованных SNP, полученных из GBS, были обнаружены значительные сигналы ассоциации для агрономических признаков и фенольных соединений, за исключением SC и апигенинидина. В общей сложности 40 SNP были идентифицированы как тесно связанные с исследуемыми признаками. Мы выбрали пять сильных генов-кандидатов из 40 значимых SNP, из которых пять генов (HD; SbRio.10G099600; PH;
    SbRio.09G149200;
    DY;
    SbRio.06G211400;
    TPC и лютеолинидин;
    SbRio.02G343600; TPC и лютеолинидин диглюкозид; SbRio. 04G259800) считаются тесно связанными с каждым признаком. Эти результаты могут улучшить молекулярную селекцию популяций сорго и помочь разработать новые сорта для программ селекции, связанных с биомассой и фитохимическими веществами-605.

    Дополнительные материалы: Следующую вспомогательную информацию можно загрузить по адресу: www.mdpi.com/xxx/s1, Рисунок S1: Графики
    Manhattan и QQ для агрономических признаков (HD, PH и DY) генотипов сорго с использованием четырех моделей GWAS (BLINK, FarmCPU, МЛММ и МЛМ).; Рисунок S2: Графики Манхэттена и QQ для фенольных соединений
    (TPC, лютеолинидина диглюкозида, лютеолинглюкозида, апигенинидина глюкозида, лютеолинидина и 5-O-Me лютеолинидина) в генотипах сорго с использованием четырех моделей GWAS (BLINK, FarmCPU, MLMM и MLM)
    .; Таблица S1: Результаты анализа генотипирования путем секвенирования
    (GBS) сорго.; Таблица S2: Шесть фенольных соединений (лютеолинидин диглюкозид, лютеолин глюкозид, апигенинидин глюкозид, лютеолинидин, апигенинидин и 5-O-Me лютеолинидин) из 96 генотипов сорго, использованных в этом исследовании; Таблица S3: Сводка по общему количеству SNP и сопоставлению с эталонной последовательностью генома;
    Таблица S4: Список отфильтрованных матричных локусов SNP, созданных для 96 генотипов сорго; Таблица S5: Значимые SNP, связанные с агрономическими признаками (HD, PH и DY) на основе результатов GWAS;
    Таблица S6: Значимые SNP, связанные с фенольными соединениями (TPC, лютеолинидиндиглюкозид, глюкозид лютеолина, глюкозид апигенинидина, лютеолинидин, апигенинидин и лютеолинидин 5-O-Me), основанные на результатах GWAS.
    Вклад автора: Концептуализация: J.R., C.-H.B., E.-S.R.; материалы: Ж.Р., Б.-
    К.Х.; написание-первоначальная подготовка проекта: Ю.-Дж. и В.Дж.К.; формальный анализ: Ю.-Ж.Л., Б.Ю. и JHK; расследование: Дж.К. С.-Дж.К.,
    Ж.-В.А. и Дж. Р.; написание — рецензирование и редактирование: JR и C.-
    H.B.; администрация проекта: S.H.K.; получение финансирования: J.R. Все авторы прочитали и согласились с опубликованной версией рукописи.
    Финансирование: Эта работа была поддержана грантом Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым правительством
    Кореи (RS-2022-00156231).

    Конфликт интересов: Авторы объявили, что нет никаких конфликтов интересов.
    References
    1. Habyarimana, E.; Laureti, D.; De Ninno, M.; Lorenzoni, C. Performances of biomass sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench] under different water regimes in
    Mediterranean region. Industrial Crops and Products 2004, 20, 23-28.
    2. Shiringani, A.L.; Friedt, W. QTL for fibre-related traits in grain × sweet sorghum as a tool for the enhancement of sorghum as a biomass crop. Theoretical and Applied
    Genetics 2011, 123, 999-1011.
    3. Habyarimana, E.; De Franceschi, P.; Ercisli, S.; Baloch, F.S.; Dall’Agata, M.
    Genome-wide association study for biomass related traits in a panel of Sorghum
    bicolor and S. bicolor × S. halepense populations. Frontiers in Plant Science 2020,
    11, 551305.
    4. Kawahigashi, H.; Kasuga, S.; Okuizumi, H.; Hiradate, S.; Yonemaru, J.i.
    Evaluation of Brix and sugar content in stem juice from sorghum varieties.
    Grassland Science 2013, 59, 11-19.
    5. Shukla, S.; Felderhoff, T.J.; Saballos, A.; Vermerris, W. The relationship between plant height and sugar accumulation in the stems of sweet sorghum (Sorghum
    bicolor (L.) Moench). Field Crops Research 2017, 203, 181-191.
    6. Sabadin, P.; Malosetti, M.; Boer, M.; Tardin, F.; Santos, F.; Guimaraes, C.;
    Gomide, R.; Andrade, C.; Albuquerque, P.; Caniato, F. Studying the genetic basis of drought tolerance in sorghum by managed stress trials and adjustments for phenological and plant height differences. Theoretical and Applied Genetics 2012,
    124, 1389-1402.
    7. Soleymani, A.; Shahrajabian, M.H.; Esfahan, I. The Effects of Fe, Mn and Zn
    Foliar Application on Yield, Ash and Protein Percentage of Forage Sorghum in
    Climatic Condition of Esfahan. International Journal of Biology 2012, 4.
    8. Hassan, M.U.; Chattha, M.U.; Barbanti, L.; Mahmood, A.; Chattha, M.B.; Khan,
    I.; Mirza, S.; Aziz, S.A.; Nawaz, M.; Aamer, M. Cultivar and seeding time role in
    sorghum to optimize biomass and methane yield under warm dry climate. Industrial
    Crops and Products 2020, 145, 111983.
    9. Kim, H.-J.; Woo, K.S.; Lee, J.Y.; Choe, M.E.; Lee, H.; Lee, Y.-Y.; Lee, B.W.;
    Kim, M.; Kang, M.S. Physicochemical properties, functional components, and physiological activities of sorghum cultivars. Korean J. Food Sci. Technol 2020, 49,
    1349-1356.
    10. Bado, S.; Forster, B.P.; Nielen, S.; Ali, A.M.; Lagoda, P.J.; Till, B.J.; Laimer,
    M. Plant mutation breeding: current progress and future assessment. Plant Breeding
    Reviews: Volume 39 2015, 23-88.
    11. Johnson, R.E.; Washington, M.T.; Prakash, S.; Prakash, L. Fidelity of human
    DNA polymerase η. Journal of Biological Chemistry 2000, 275, 7447-7450.
    12. Jiang, S.-Y.; Ramachandran, S. Natural and artificial mutants as valuable resources for functional genomics and molecular breeding. International Journal of
    Biological Sciences 2010, 6, 228-251.
    13. Martin, J. Understanding gamma sterilization. Biopharm International 2012, 25,
    18.
    14. Djezzar, B. Ionizing Radiation Effects and Applications; BoD–Books on
    Demand: 2018.
    15. Malek, M.; Rafii, M.Y.; Afroz, S.S.; Nath, U.K.; Mondal, M. Morphological characterization and assessment of genetic variability, character association, and divergence in soybean mutants. The Scientific World Journal 2014, 2014, 968796.
    16. Chaudhary, J.; Alisha, A.; Bhatt, V.; Chandanshive, S.; Kumar, N.; Mir, Z.;
    Kumar, A.; Yadav, S.K.; Shivaraj, S.; Sonah, H. Mutation breeding in tomato: advances, applicability and challenges. Plants 2019, 8, 128.
    17. Girard, A.L.; Awika, J.M. Sorghum polyphenols and other bioactive components as functional and health promoting food ingredients. Journal of Cereal Science
    2018, 84, 112-124.
    18. de Morais Cardoso, L.; Pinheiro, S.S.; Martino, H.S.D.; Pinheiro-Sant'Ana, H.M.
    Sorghum (Sorghum bicolor L.): Nutrients, bioactive compounds, and potential
    impact on human health. Critical reviews in food science and nutrition 2017, 57,
    372-390.
    19. Pontieri, P.; Pepe, G.; Campiglia, P.; Merciai, F.; Basilicata, M.G.; Smolensky,
    D.; Calcagnile, M.; Troisi, J.; Romano, R.; Del Giudice, F. Comparison of Content in Phenolic Compounds and Antioxidant Capacity in Grains of White, Red, and
    Black Sorghum Varieties Grown in the Mediterranean Area. ACS Food Science &
    Technology 2021, 1, 1109-1119.
    20. Obruca, S.; Benesova, P.; Marsalek, L.; Marova, I. Use of lignocellulosic materials for PHA production. Chemical and biochemical engineering quarterly
    2015, 29, 135-144.
    21. Lee, S.J.; Lee, J.H.; Yang, X.; Kim, S.B.; Lee, J.H.; Yoo, H.Y.; Park, C.; Kim,
    S.W. Phenolic compounds: strong inhibitors derived from lignocellulosic hydrolysate for 2, 3-butanediol production by Enterobacter aerogenes.
    Biotechnology journal 2015, 10, 1920-672 1928.
    22. Dlamini, N.R.; Taylor, J.R.; Rooney, L.W. The effect of sorghum type and processing on the antioxidant properties of African sorghum-based foods. Food
    Chemistry 2007, 105, 1412-1419.
    23. Elshire, R.J.; Glaubitz, J.C.; Sun, Q.; Poland, J.A.; Kawamoto, K.; Buckler, E.S.;
    Mitchell, S.E. A robust, simple genotyping-by-sequencing (GBS) approach for high diversity species. PloS one 2011, 6, e19379.
    24. Kim, C.; Guo, H.; Kong, W.; Chandnani, R.; Shuang, L.-S.; Paterson, A.H.
    Application of genotyping by sequencing technology to a variety of crop breeding programs. Plant Science 2016, 242, 14-22.
    25. Hirschhorn, J.N.; Daly, M.J. Genome-wide association studies for common diseases and complex traits. Nature reviews genetics 2005, 6, 95-108.
    26. Cuevas, H.E.; Rosa-Valentin, G.; Hayes, C.M.; Rooney, W.L.; Hoffmann, L.
    Genomic characterization of a core set of the USDA-NPGS Ethiopian sorghum germplasm collection: implications for germplasm conservation, evaluation, and utilization in crop improvement. BMC genomics 2017, 18, 1-17.

    27. Zhang, Z.; Ersoz, E.; Lai, C.-Q.; Todhunter, R.J.; Tiwari, H.K.; Gore, M.A.;
    Bradbury, P.J.; Yu, J.; Arnett, D.K.; Ordovas, J.M. Mixed linear model approach adapted for genome-wide association studies. Nature genetics 2010, 42, 355-360.
    28. Jiao, Y.; Burke, J.; Chopra, R.; Burow, G.; Chen, J.; Wang, B.; Hayes, C.;
    Emendack, Y.; Ware, D.; Xin, Z. A sorghum mutant resource as an efficient platform for gene discovery in grasses. The Plant Cell 2016, 28, 1551-1562.
    29. Kim, D.-G.; Lyu, J.I.; Kim, J.M.; Seo, J.S.; Choi, H.-I.; Jo, Y.D.; Kim, S.H.;
    Eom, S.H.; Ahn, J.-W.; Bae, C.-H. Identification of Loci 689 Governing Agronomic
    Traits and Mutation Hotspots via a GBS-Based Genome-Wide Association Study in a Soybean Mutant Diversity Pool. International Journal of Molecular Sciences
    2022, 23, 10441.
    30. Ryu, J.; Lyu, J.I.; Kim, D.-G.; Koo, K.M.; Yang, B.; Jo, Y.D.; Kim, S.H.; Kwon,
    S.-J.; Ha, B.-K.; Kang, S.-Y. Single Nucleotide Polymorphism (SNP) discovery and association study of flowering times, crude fat and fatty acid composition in rapeseed (Brassica napus L.) mutant lines using Genotyping-by-Sequencing (GBS).
    Agronomy 2021, 11, 508.
    31. Martin, M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet. journal 2011, 17, 10-12.
    32. Cox, M.P.; Peterson, D.A.; Biggs, P.J. SolexaQA: At-a-glance quality assessment of Illumina second-generation sequencing data. BMC bioinformatics
    2010, 11, 1-6.
    33. Cooper, E.A.; Brenton, Z.W.; Flinn, B.S.; Jenkins, J.; Shu, S.; Flowers, D.; Luo,
    F.; Wang, Y.; Xia, P.; Barry, K. A new reference genome for Sorghum bicolor reveals high levels of sequence similarity between sweet and grain genotypes: implications for the genetics of sugar metabolism. BMC genomics 2019, 20, 1-13.
    34. Li, H. Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with
    BWA-MEM. arXiv preprint arXiv:1303.3997 2013.
    35. Li, H.; Handsaker, B.; Wysoker, A.; Fennell, T.; Ruan, J.; Homer, N.; Marth, G.;
    Abecasis, G.; Durbin, R. The sequence align-ment/map format and SAMtools.
    Bioinformatics 2009, 25, 2078-2079.

    36. Kim, J.-E.; Oh, S.-K.; Lee, J.-H.; Lee, B.-M.; Jo, S.-H. Genome-wide SNP calling using next generation sequencing data in tomato. Molecules and cells 2014,
    37, 36.
    37. Cingolani, P.; Platts, A.; Wang, L.L.; Coon, M.; Nguyen, T.; Wang, L.; Land,
    S.J.; Lu, X.; Ruden, D.M. A program for annotating and predicting the effects of single nucleotide polymorphisms, SnpEff: SNPs in the genome of Drosophila melanogaster strain w1118; iso-2; iso-3. fly 2012, 6, 80-92.
    38. Lipka, A.E.; Tian, F.; Wang, Q.; Peiffer, J.; Li, M.; Bradbury, P.J.; Gore, M.A.;
    Buckler, E.S.; Zhang, Z. GAPIT: genome association and prediction integrated tool.
    Bioinformatics 2012, 28, 2397-2399.
    39. Hwang, E.-Y.; Song, Q.; Jia, G.; Specht, J.E.; Hyten, D.L.; Costa, J.; Cregan,
    P.B. A genome-wide association study of seed protein and oil content in soybean.
    BMC genomics 2014, 15, 1-12.
    40. Beyaz, R.; Yildiz, M. The use of gamma irradiation in plant mutation breeding.
    Plant engineering 2017, 34-46.
    41. Micke, A.; Maluszynski, M.; Donini, B. Plant cultivars derived from mutation induction or the use of induced mutants in cross breeding. 1985.
    42. Human, S.; Indriatama, W.M. Sorghum improvement program by using mutation breeding in Indonesia. IOP Conf. Ser.: Earth Environ. Sci. 2020, 484,
    012003.
    43. Madhusudhana, R.; Patil, J. A major QTL for plant height is linked with bloom locus in sorghum [Sorghum bicolor (L.) Moench]. Euphytica 2013, 191, 259-268.
    44. Kong, W.; Jin, H.; Franks, C.D.; Kim, C.; Bandopadhyay, R.; Rana, M.K.;
    Auckland, S.A.; Goff, V.H.; Rainville, L.K.; Burow, G.B. Genetic analysis of recombinant inbred lines for Sorghum bicolor × Sorghum propinquum. G3: Genes|
    Genomes| Genetics 2013, 3, 101-108.
    45. Murray, S.C.; Sharma, A.; Rooney, W.L.; Klein, P.E.; Mullet, J.E.; Mitchell,
    S.E.; Kresovich, S. Genetic improvement of sorghum as a biofuel feedstock: I. QTL for stem sugar and grain nonstructural carbohydrates. Crop Science 2008, 48, 2165-
    2179.

    46. Reddy, P.S. Breeding for abiotic stress resistance in sorghum. Elsevier 2019,
    325-340.
    47. Xu, W.; Rosenow, D.; Nguyen, H. Stay green trait in grain sorghum: relationship between visual rating and leaf chlorophyll concentration. Plant Breeding 2000, 119,
    365-367.
    48. Rama Reddy, N.R.; Ragimasalawada, M.; Sabbavarapu, M.M.; Nadoor, S.; Patil,
    J.V. Detection and validation of stay-green QTL in post-rainy sorghum involving widely adapted cultivar, M35-1 and a popular stay-green genotype B35. BMC
    genomics 2014, 15, 1-16.
    49. Kiranmayee, K.U.; Hash, C.T.; Sivasubramani, S.; Ramu, P.; Amindala, B.P.;
    Rathore, A.; Kishor, P.K.; Gupta, R.; Deshpande, S.P. Fine-mapping of sorghum stay-green QTL on chromosome10 revealed genes associated with delayed senescence. Genes 2020, 11, 1026.
    50. Sun, X.-Z.; Minowa, T.; Yamaguchi, K.; Genchi, Y. Evaluation of energy consumption and greenhouse gas emissions from poly (phenyllactic acid) production using sweet sorghum. Journal of Cleaner Production 2015, 87, 208-215.
    51. Ebrahimian, F.; Karimi, K.; Kumar, R. Sustainable biofuels and bioplastic production from the organic fraction of municipal solid waste. Waste Management
    2020, 116, 40-48.
    52. Petti, C.; Kushwaha, R.; Tateno, M.; Harman-Ware, A.E.; Crocker, M.; Awika,
    J.; DeBolt, S. Mutagenesis breeding for increased 3-deoxyanthocyanidin accumulation in leaves of Sorghum bicolor (L.) Moench: A source of natural food pigment. Journal of agri-cultural and food chemistry 2014, 62, 1227-1232.
    53. Li, J.; Tang, W.; Zhang, Y.-W.; Chen, K.-N.; Wang, C.; Liu, Y.; Zhan, Q.; Wang,
    C.; Wang, S.-B.; Xie, S.-Q. Genome-wide associ-741 ation studies for five forage quality-related traits in sorghum (Sorghum bicolor L.). Frontiers in plant science
    2018, 9, 1146.
    54. Boatright, J.; Negre, F.; Chen, X.; Kish, C.M.; Wood, B.; Peel, G.; Orlova, I.;
    Gang, D.; Rhodes, D.; Dudareva, N. Understanding in vivo benzenoid metabolism in petunia petal tissue. Plant physiology 2004, 135, 1993-2011.

    55. Yang, X.; Liu, X.; Sheng, Y.; Yang, H.; Xu, X.; Tao, Y.; Zhang, M. Optimization of different acid-catalyzed pretreatments on coproduction of xylooligosaccharides and glucose from sorghum stalk. Polymers 2022, 14, 830.
    56. Mace, E.S.; Hunt, C.H.; Jordan, D. Supermodels: sorghum and maize provide mutual insight into the genetics of flowering time. Theoretical and applied genetics
    2013, 126, 1377-1395.
    57. Ortiz, D.; Hu, J.; Salas Fernandez, M.G. Genetic architecture of photosynthesis in Sorghum bicolor under non-stress and cold stress conditions. Journal of
    Experimental Botany 2017, 68, 4545-4557.
    58. Nijhawan, A.; Jain, M.; Tyagi, A.K.; Khurana, J.P. Genomic survey and gene expression analysis of the basic leucine zipper transcription factor family in rice.
    Plant physiology 2008, 146, 333.
    59. Xu, F.; Park, M.-R.; Kitazumi, A.; Herath, V.; Mohanty, B.; Yun, S.J.; de los
    Reyes, B.G. Cis-regulatory signatures of orthologous stress-associated bZIP transcription factors from rice, sorghum and Arabidopsis based on phylogenetic footprints. BMC genomics 2012, 13, 1-15.
    60. Zhao, J.; Mantilla Perez, M.B.; Hu, J.; Salas Fernandez, M.G. Genome-wide association study for nine plant architecture traits in Sorghum. The Plant Genome
    2016, 9, plantgenome2015.2006.0044.
    61. Tao, Y.; Zhao, X.; Wang, X.; Hathorn, A.; Hunt, C.; Cruickshank, A.W.; van
    Oosterom, E.J.; Godwin, I.D.; Mace, E.S.; Jordan, D.R. Large-scale GWAS in sorghum reveals common genetic control of grain size among cereals. Plant
    Biotechnology Journal 2020, 18, 1093-1105. 760 62. Kevany, B.M.; Tieman, D.M.; Taylor, M.G.; Cin, V.D.; Klee, H.J. Ethylene receptor degradation controls the timing of ripening in tomato fruit. The Plant
    Journal 2007, 51, 458-467.
    63. Klee, H.J. Control of ethylene-mediated processes in tomato at the level of receptors. Journal of Experimental Botany 2002, 53, 2057-2063.
    64. Klee, H.; Tieman, D. The tomato ethylene receptor gene family: form and function. Physiologia Plantarum 2002, 115, 336-341.

    65. Lewis, D.R.; Ramirez, M.V.; Miller, N.D.; Vallabhaneni, P.; Ray, W.K.; Helm,
    R.F.; Winkel, B.S.; Muday, G.K. Auxin and ethylene induce flavonol accumulation through distinct transcriptional networks. Plant physiology 2011, 156, 144-164.
    66. Tovar-Méndez, A.; Miernyk, J.A.; Randall, D.D. Regulation of pyruvate dehydrogenase complex activity in plant cells. European journal of biochemistry
    2003, 270, 1043-1049.
    67. DeBrosse, S.D.; Kerr, D.S. Pyruvate dehydrogenase complex deficiency.
    Elsevier 2016, 93-101.
    68. Noel, J.P.; Austin, M.B.; Bomati, E.K. Structure–function relationships in plant phenylpropanoid biosynthesis. Current opinion in plant biology 2005, 8, 249-253.
    69. Brenton, Z.W.; Cooper, E.A.; Myers, M.T.; Boyles, R.E.; Shakoor, N.; Zielinski,
    K.J.; Rauh, B.L.; Bridges, W.C.; Morris, G.P.; Kresovich, S. A genomic resource for the development, improvement, and exploitation of sorghum for bioenergy.
    Genetics 2016, 204, 21-33.
    70. Niu, H.; Ping, J.; Wang, Y.; Lv, X.; Li, H.; Zhang, F.; Chu, J.; Han, Y. Population genomic and genome-wide association analysis of lignin content in a global collection of 206 forage sorghum accessions. Molecular Breeding 2020, 40, 1-13.
    1   2   3

    написать администратору сайта