Курсовая 2 курс. Основные анатомоморфологические и физиологические приспособления растений к водному режиму
 Скачать 358.5 Kb.
|
1 2 2.1. Понятие метода, основные методы изучения. Метод - это способ достижения цели, который объединяет субъективные и объективные моменты познания. Метод объективен, так как в разрабатываемой теории позволяет отражать действительность и ее взаимосвязи. Таким образом, метод является программой построения и практического применения теории. Одновременно метод субъективен, так как является орудием мышления исследователя и в качестве такового включает в себя его субъективные особенности. Другое определение метода – это совокупность приемов и операций практического и теоретического освоения действительности, которая позволяет решить поставленную задачу. Методы подразделяют на: общенаучные (для всех наук); частные (для определенных наук); специальные или специфические (для данной науки). По мере развития познания один научный метод может переходить из одной категории в другую. Общенаучные методы - это наблюдение, сравнение, счет, измерение, эксперимент, обобщение, абстрагирование, формализация, анализ и синтез, индукция и дедукция, аналогия, моделирование, идеализация, ранжирование, а также аксиоматический, гипотетический, исторический и системные методы. Методы физиологических исследований- лабораторно-аналитический, вегетационный, полевой, меченых атомов, электронной микроскопии, электрофореза, хроматографического анализа, ультрафиолетовой и люминесцентной микроскопии, спектрофотометрии и др. Методы анатомо-морфологических исследований- приготовление анатомических (микроскопических) препаратов, их изучение под микроскопом (микроскопирование), микрохимические методы. [2] 2.2. Методы изучения физиологических приспособлений растений к водному режиму. Для изучения водного режима и минерального питания растений можно выделить ряд задач, которые могут быть выполнены как последовательно (в рамках одного эксперимента), так и отдельно. Можно рекомендовать следующие задачи: • изучение поглощающей деятельности корневой системы; • изучение влияния условий минерального питания на рост и развитие растений; • исследование влияния внешних условий на водный режим растений: а)поглощение воды корневой системой; б) транспирацию.[14] Прежде чем приступать к работе, необходимо составить план эксперимента, выбрать объекты исследования, определить количество растительного материала, необходимое для выполнения всей работы, подготовить список оборудования и реактивов, провести расчеты для приготовления растворов, освоить приборы, необходимые для работы, подготовить протоколы для регистрации наблюдений. Изучение поглощающей деятельности корневой системы. Для изучения особенностей водного режима растений, в том числе и определения поглощения воды корневой системой, используют потометр. Растения, выращенные в водных культурах, помещают в потометр, содержащий, в зависимости от условий эксперимента, питательный раствор или воду. Такой прибор позволяет изучать одновременно поглощение воды и минеральных элементов, измерить количество испаренной растением воды. Самая простая модель потометра представляет собой цилиндр или материальную банку емкостью около литра. Цилиндр закрывается мягкой каучуковой пробкой, имеющей три отверстия. Через одно отверстие проходит толстостенная капиллярная трубка, изогнутая под прямым углом и заканчивающаяся сразу под пробкой. Через второе отверстие проходит стеклянная трубка, доходящая почти до дна цилиндра, в верхней части заканчивающаяся воронкой с одноходовым краном, которая служит для доливания в сосуд. В центре пробки делают третье отверстие, для растения, пробку разрезают по радиусу и через разрез вводят стебель растения. Стебель растения плотно зажимают в пробке. Пробку вставляют в цилиндр, наполненный кипяченной водой или раствором до краев. В цилиндре не должно быть пузырьков воздуха, капиллярная трубка должна быть заполнена водой. Для лучшей изоляции отверстия и разрез пробки заливают воском. К капиллярной трубке прикрепляют полоску миллиметровой бумаги. При всасывании воды растением мениск жидкости в капилляре передвигается, о скорости всасывания судят по количеству делений, пройденных за определенные промежутки времени. Во время опыта нельзя допускать, чтобы мениск жидкости вышел за последнее деление. Возвращение мениска к исходному положению достигается приливанием воды из воронки.[14] Водный режим растений складывается из процессов поглощения, проведения и испарения воды. Рекомендуется определить интенсивность транспирации, транспирационный коэффициент и продуктивность транспирации, провести наблюдения за состоянием устьиц.[9] Исследование состояния устьиц (по Молишу) Преимущество данного метода заключается в возможности изучения объекта в полевых условиях не нарушая его целостность. В основе метода способности жидкостей, обладающих различной вязкостью, проникать через малые отверстия. Спирт, имеющий большую вязкость, проникает через широко раскрытые устьица. Бензол, как менее вязкий, способен проникать в слабо раскрытые устьица. Вместо бензола и спирта можно брать и другие жидкости, различающиеся по вязкости — керосин, ксилол, эфир. Не отделяя лист от растения, на его абаксиальную сторону наносят стеклянной палочкой (или пипеткой) по капле бензола и спирта. Для нанесения реактивов лучше выбрать два соседних участка, разделенных главной жилкой. Наблюдения за проникновением жидкостей через устьичные щели необходимо проводить немедленно, при этом смотреть через листовую пластину на свет. В том случае, когда устьица широко раскрыты, капли быстро проникают через устьичные щели, заполняют межклетники и на листе появляются прозрачные пятна. Если устьица приоткрыты, образуется пятно только в месте нанесения бензола. Это объясняется тем, что бензол, обладающий небольшой вязкостью, с большей легкостью проходит через узкие отверстия. В случае, когда устьица закрыты, капли реактивов, оставаясь на поверхности листа, испарятся, не оставив следа. Таким образом, применяя одновременно или последовательно обе жидкости, можно определить степень раскрытия устьичной щели.[9] Определение транспирационного коэффициента и продуктивности транспирации Важными характеристиками водного режима растений являются продуктивность транспирации, как количество органического вещества в граммах, которое образуется на 1 кг испаренной воды, и транспирационный коэффициент, представляющий собой величину, обратную первой, т. е. количество граммов воды, которое растение должно пропустить через себя, чтобы накопить 1 г сухого вещества. Для одного и того же растения отношение между величиной урожая и количеством потраченной воды не является постоянным и может сильно колебаться в зависимости от условий. Обе величины могут быть определены в результате наблюдений над транспирацией растения в течение более или менее значительного промежутка времени. При постоянстве внешних условий обе величины в первую очередь определяются свойствами растений и служат для их физиологической характеристики.[14] Изучение соотношения общей, недеятельной и рабочей поглощающей поверхности корневой системы растений (по Сабинину и Колосову) Устойчивость и продуктивность растений определяются в значительной степени мощностью корневой системы. Одним из показателей мощности развития корней является их объем. Физиологическая активность корневой системы во многом обусловлена соотношением деятельной и недеятельной поверхности корневой системы. Установлено, что у более продуктивных растений формируется большая общая поверхность корней и что особенно важно, с большим отношением рабочей поглощающей поверхности к недеятельной части корневой системы. Определение указанных показателей играет немалую роль в выяснении условий питания растений и в разработке рациональной системы их питания. Кроме того, путем сравнения величин поверхностей корней у разных сортов и гибридов можно выделить наиболее перспективные для конкретных условий среды. Порядок выполнения работы: 1 Определение объема корневой системы. Берут 10-15 опытных растений, связывают их в снопик. Лишнюю воду с корней удаляют с помощью фильтровальной бумаги. Измеряют объем корневой системы с помощью объемомера. 2 Определение площади поверхности корневой системы. В 3 стакана наливают 0,0003 н раствор метиленовой синьки в количестве, превышающем в 10 раз объем корней опытных растений. Затем последовательно погружают корни в стаканы с краской на 1,5 минуты в каждый. После каждого погружения раствору синьки дают стечь в стакан, затем корни осторожно отжимают влажной фильтровальной бумагой. Опытные растворы перемешивают стеклянной палочкой в целях создания равномерности растворов. За время пребывания корней в растворе краски адсорбируется и поглощается определенная часть синьки. Поглощение метиленовой синьки учитывают по изменению концентрации наружного раствора путем колориметрирования. Определяют, таким образом, поглощение краски в каждом стакане и выражают в мг. Затем определяют все показатели поверхности корневой системы. Общая адсорбирующая поверхность корней выражается в квадратных метрах и рассчитывается путем умножения 1,05 на количество мг поглощенной метиленовой синьки за два первых погружения, т. е. в первых двух стаканах (1 мг метиленовой синьки покрывает площадь 1,05 м2 при мономолекулярной адсорбции). При этом получается несколько завышенная величина адсорбирующей поверхности, так как при втором погружении некоторое количество краски проникает уже внутрь клеток корней. Рабочая поглощающая поверхность корней в квадратных метрах рассчитывается умножением 1,05 на количество мг краски, поглощенной при третьем погружении, т. е. в третьем стакане. При первых двух погружениях вся поверхность корней адсорбировала краску. При третьем погружении убыль краски в растворе происходила за счет поглощения её внутрь клеток корней. На это способны лишь деятельные части корневой системы. Недеятельная поверхность корней вычисляется по разности между общей и рабочей поглощающей поверхностями корневой системы. Оба раствора метиленовой синьки (опытный и образцовый) приготавливают непосредственно перед определением поверхности корней. На основании полученных данных делают выводы о характере влияния разных условий на формирование общей, деятельной и недеятельной поверхности корней. [14] 2.3. Методы изучения анатомо-морфологических приспособлений растений к водному режиму. Для изучения морфологического строения растения и их части рассматривают невооруженным глазом, под лупой или бинокуляром. При этом можно пользоваться живым, фиксированным материалом или гербариями экземплярами.[15] Основные методы изучения анатомического строения растений - приготовление анатомических (микроскопических) препаратов, их изучение под микроскопом (микроскопирование), микрохимические методы.[2] Это требует умения приготовить препарат. Он может быть тотальным, если объект рассматривают целиком (например, лист элодеи, который часто используют для изучения строения живой клетки растения). Он может также представлять собой отпечаток какой-либо ткани, например покровной. На таких отпечатках сохраняются очертания оболочек клеток, которые можно измерить, подсчитать их число и провести другие исследования. Однако эти препараты не дают представления о внутреннем строении клеток, кроме того, их получают только с поверхностных тканей, поэтому такие препараты имеют ограниченное применение. [15] Более полно анатомическую структуру растений можно изучить на тонких срезах; их делают с любого органа растения бритвой от руки или с помощью специальных приборов— микротомов. Приготовление микротомных срезов, как правило, требует длительной предварительной обработки материала, поэтому на занятиях продолжительностью 2—3 ч обычно пользуются срезами, сделанными с помощью опасных бритв или лезвиями безопасных бритв. Очень важно точно определить направление будущего разреза. Анатомическое строение вегетативных органов, имеющих цилиндрическую форму, обычно изучают на срезах, сделанных в трех взаимно перпендикулярных плоскостях: поперечной и двух продольных. Поперечный срез делают в плоскости, перпендикулярной вертикальной оси органа, продольный радиальный — в плоскости радиуса, продольный тангентальный — по касательной к поверхности органа, перпендикулярно радиусу. При изучении анатомического строения плоских органов, например листовой пластинки, кроме поперечных (вертикальных) срезов, проходящих перпендикулярно главной или боковой жилкам, делают также срезы, параллельные поверхности (парадермальные). Отобранные для работы срезы кладут на предметное стекло в каплю воды или переносят их в какую-либо другую жидкую среду, которые обладают просветляющими свойствами. Жидкие среды используют для приготовления временных препаратов, не подлежащих длительному хранению. Каплю жидкости наносят пипеткой или стеклянной палочкой на середину чистого сухого предметного стекла, препаровальной иглой переносят в нее срез и накрывают покровным стеклом. Покровное стекло прикладывают к предметному под острым углом так, чтобы оно касалось края капли; после этого его осторожно опускают. Для более контрастного выявления особенностей некоторых клеток или включений, которые могут находиться в них, на срезах до заключения их в ту или иную среду можно провести цветные микрохимические реакции. Так, наличие в оболочке клеток чистой клетчатки, или целлюлозы, можно определить, обработав срез хлор-цинкйодом— от этого реактива оболочка, состоящая из клетчатки, становится фиолетовой. Для обнаружения в клетках запасного крахмала срезы обрабатывают раствором йода в водном растворе йодистого калия; при этом крахмальные зерна, как правило, синеют. Содержащиеся в клетках капли жира и жироподобные вещества (суберин, кутин, смолы), имеющиеся в их оболочках, выявляются с помощью спиртового раствора судана IV, окрашивающего их в розовый цвет. [15] Из наиболее удачных срезов можно приготовить и постоянный препарат, заключив их в горячий глицерин-желатин, который при охлаждении затвердевает. Каплю этой среды наносят стеклянной палочкой на подогретое предметное стекло, кладут в нее выдержанный в глицерине срез и накрывают также слегка подогретым покровным стеклом. Когда среда остынет, края покровного стекла можно обвести лаком, чтобы предотвратить высыхание желатина. Этот способ приготовления постоянных препаратов прост, но следует иметь в виду, что окраска клеточных оболочек после проведения цветных реакций со временем исчезает, срезы обесцвечиваются. В ряде случаев на практических занятиях приходится пользоваться постоянными препаратами, в которых срезы заключены в канадский, или пихтовый бальзам. [15] Изготовление срезов с помощью бритвы Для приготовления тонких срезов из мягких тканей или размягченной древесины употребляют двояковогнутую или плоско-вогнутую ручную опасную бритву. Свежий материал либо режут сухой бритвой, либо смачивают объект и лезвие водой; при резке спиртового материала лезвие смачивают разбавленным спиртом. Перед изготовлением микроскопических срезов нужно подготовить поверхность объекта, придав ей несколькими грубыми движениями бритвы или скальпелем нужную ориентировку и выровняв ее. Поверхность, с которой делают срезы, не должна быть очень большой. Толщина срезов зависит от цели исследования. Для получения тонкого среза с части поверхности объекта лезвие кладут на подготовленную поверхность у ее середины или у внешнего края среза, затем, следя, чтобы лезвие плотно прижималось к объекту, но не сильно углублялось в него, бритву одним свободным скользящим движением ведут вкось. При изготовлении среза нельзя делать бритвой движения то в одну, то в другую сторону («пилить») или вести ее прямо на себя перпендикулярно обушку; в обоих случаях срезы получаются неровными и рваными, а бритва при этом портится. Использование препаровальных игл для снятия срезов нежелательно, так как при этом легко повреждается лезвие бритвы. Срезы нельзя подсушивать, чтобы в клетки не попал воздух.[15] Результаты изучения растения с помощью микроскопа обязательно документируются. Только после этого их можно использовать в научной и производственной деятельности.[2] Способы документирования результатов микроскопических исследований: 1)Описательный метод; 2)Изготовление рисунков. На рисунке указывается масштаб, увеличение рабочего объектива, окуляра; 3)Фотографирование. Чаще всего для документирования результатов микроскопических исследований пользуются комбинацией методов. Например, к фотографии прилагается описание. Фотография часто не дает полного представления об объекте исследования, поскольку может получиться нечеткой, мешают второстепенные детали структуры объекта. Поэтому, наряду с фотографированием, выполняют рисунки, на которых отражаются самые важные детали строения данной части растения.[15] ВЫВОДЫ В ходе анализа литературных источников были выделены следующие экологические группы растений по отношению к водному режиму: гигрофиты, ксерофиты, мезофиты, гидрофиты. Все они приспособлены к различным условиям увлажнения, их приспособления описаны в первой главе. Также были описаны основные методы изучения приспособлений растений, как физиологических, так и анатомо-морфологических. Среди которых из физиологических: определение состояния устьиц, изучение поглощающей деятельности корневой системы и др. А из анатомо-морфологических: приготовление препаратов, их окрашивание и микроскопирование. Растение в ходе эволюции должно приспособиться к тем условиям водоснабжения, которые характерны для данного местообитания. Приспособления у растений тем сложнее, чем больше дефицит влаги. СПИСОК ИСТОЧНИКОВ ИНФОРМАЦИИ И ЛИТЕРАТУРЫ Березина, Н. А. Экология растений: учеб. пособие для студ. высш. учеб. заведений / Н. А. Березина, Н. Б. Афанасьева. - М.: «Академия», 2009. - 400 с. . Ботаника с основами фитоценологии: Анатомия и морфология растений: учеб. для вузов / Т. И. Серебрякова, Н. С. Воронин, А. Г. Еленевский и др. - М.: ИКЦ «Академкнига», 2006. - 543 с. Дроздов, В. В. Общая экология: учеб. пособие / В. В. Дроздов. - СПб.: РГГМУ, 2011. - 412 с. Кузнецов, В. В. Физиология растений: учебник / В. В. Кузнецов, Г. А. Дмитриева. - 2-е изд., перераб. и доп. - М.: Высш. школа, 2006. - 742 с. Медведев, С. С. Физиология растений: учебник / C. С. Медведев. - СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2004. - 336 с. Пономарева И.Н. Экология растений с основами биогеоценологии. – М.: Просвещение, 1978. – 572 с. Физиология растений: учеб. для студ. вузов / И. П. Ермакова [и др.]; под общ. ред. И. П. Ермакова. - 2-е изд., испр. - М.: «Академия», 2007. - 640 с. Чернова, Н. М. Общая экология: учеб. для студ. пед. вузов / Н. М. Чернова, А. М. Былова. - М.: Изд-во «Дрофа», 2004. - 416 с. Шабельская, Э. Ф. Физиология растений: учеб. пособие для биол. спец. пед. ин-тов / Э. Ф. Шабельская. - Минск: Высш. школа, 1987. - 320 с. Доспехов, Б. А. Планирование полевого опыта и статистическая обработка его данных: учебное пособие для высш. с.-х. учеб. заведений/ Б. А. Доспехов. - М.: Колос, 1972. - 207 с. Кирюшин, Б. Д. Основы научных исследований в агрономии/ Б. Д. Кирюшин, Б. Д. Усманов, И. П. Васильев. - М.: КолосС, 2009. - 398 с. Бутенко, Р. Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенеза растений/ Р. Г. Бутенко. - М.: Наука, 1964. – 272 c. Горышина, Т. К. Экология растений: учеб. пособие / Т. К. Горышина. - М.: Высш. школа, 1979. - 368 с. Третьяков Н.Н. Практикум по физиологии растений /Н.Н. Третьяков, Т.В. Карнаухов, Л.А. Паничкин [и др.]; под общей ред. Н.Н.Третьякова.– М.: Агропромиздат., 1990 – 271 с. Вехов В. Н., Лотова Л. И., Филин В. Р. Практикум по анатомии и морфологии высших растений. М., Изд-во Моск. ун-та, 1980. 196 с. с ил. ПРИЛОЖЕНИЯ Приложение 1.  Рисунок 1 - Различные типы корневых систем: А - экстенсивный (верблюжья колючка Alhagi camelorum); Б - интенсивный (пшеница) [16] Приложение 2.  Рисунок 2 - Поперечный срез листа ковыля-волосатика - Stipa capillata: А - участок среза при большом увеличении; Б - во влажную погоду (пластинка листа развёрнута); В - при засухе (лист свёрнут) [16] Приложение 3.  Рисунок 3 - Различие жилкования (А), размеров и числа устьиц (Б) у ксерофитов и мезофитов: 1 - пустынный ксерофит - Psoralea drupacea, 2 - лесной мезофит - Paris quadrifolia. [16] Приложение 4.  Рисунок 4 - Гетерофиллия у водного лютика разнолистного - Ranunculus diversifolius. Листья: 1 - надводные, 2 - подводные [16] 1 2 |