Практикум по физиологии растений учебнометодическое пособие Казань
 Скачать 1.47 Mb.
|
|
13. Определение состояния устьицу растений Ярус листьев Число устьиц в полез рения микроскопа Цена деления окулярами кромет ра, мкм Размеры устьичных отверстий Общая площадь устьичных отверстий в поле зрения, мкм Площадь поля зрения, мкм Площадь устьичных отверстий общей поверхности листа в делениях окуляра- микрометра в микрометрах ширина длина ширина длина площадь Работа 20. НАБЛЮДЕНИЕ ЗА УСТЬИЧНЫМИ ДВИЖЕНИЯМИ ПОД МИКРОСКОПОМ Общие сведения Газообмен между межклетниками листа и наружной атмосферой регулируется устьицами. Каждое устьице состоит из двух замыкающих клеток, у которой стенки, примыкающие к устьичной щели, сильно утолщены, тогда как наружные части оболочки остаются тонкими. Неодинаковая толщина наружных и внутренних стенок замыкающих клеток приводит к тому, что при изменении тургора замыкающие клетки способны искривляться или распрямляться, открывая или закрывая при этом устьичную щель. Материалы и оборудование. Листья комнатных растений, 1 М раствор сахарозы, 5%-ный раствор глицерина, вода. Лезвия, препаровальные иглы, предметные и покровные стекла, стеклянные палочки, кусочки фильтровальной бумаги, микроскоп. Порядок выполнения работы. Опыт 1. Срез нижнего эпидермиса листа рассмотреть в капле воды при большом увеличении микроскопа. Зарисовать одно устьице, отметив утолщения клеточных стенок замыкающих клеток. Нанести рядом с покровным стеклом 2-3 капли 1 М раствора сахарозы и приступить к наблюдению за изменением устьичных щелей. Зарисовать устьице в закрытом состоянии. Снова заменить раствор сахарозы водой и наблюдать постепенное открывание устьиц. Опыт 2. Приготовить срез эпидермиса листа, поместить в каплю 5%-ного раствора глицерина на предметное стекло, накрыть покровным стеклом и начать наблюдать явление плазмолиза в замыкающих клетках, а также ив остальных клетках эпидермиса. Устьичные щели при этом замыкаются. Через некоторое время, вследствие того, что глицерин начинает проникать через цитоплазму в клеточный сок, наступает деплазмолиз и устьица открывается. Заменить глицерин водой, для этого нужно нанести рядом с покровным стеклом каплю воды, ас другой стороны оттянуть глицерин кусочком фильтровальной бумаги. При этом устьица откроются еще шире, чем это было вначале опыта, так как вследствие проникновения глицерина в клеточный сок осмотическое давление в замыкающих клетках начинается повышаться. Записать результаты наблюдений и объяснить причины устьичных движений. КОНТРОЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ 1. Из чего складывается водный режим растения 2. Какие органы служат для поглощения воды 3. Какой процесс называется транспирацией и каково ее биологическое значение 4. От каких внешних факторов зависит интенсивность транспирации 6. Какие типы устьичных движений вам известны Каков их механизм 7. Какое значение имеют устьичные движения в жизни растений ФОТОСИНТЕЗ Фотосинтез – процесс усвоения растениями световой энергии и использования ее для синтеза органических веществ из углекислого газа и воды. Входе этого процесса в атмосферу выделяется кислород. Во многих учебниках можно увидеть следующее уравнение фотосинтеза СО + НОС бН12Об + О. Его составил в 1840 г. французский ученый Ж. Буссенго. В 1877 г. немецкий ученый Р. Пфеффер – назвал этот процесс фотосинтезом. В 1869 г. КА. Тимирязев доказал, что зеленые растения превращают световую энергию и запасают ее в химических веществах. Образование органического вещества из неорганического, происходящее вовремя фотосинтеза, – самый грандиозный биологическийпроцесс на Земле. 155 млрд т органических веществ (или 95% от их общего количества) ежегодно образуется зелеными растениями, при этом они усваивают 200 млрд т СО и выделяют примерно 145 млрд т СОКА. Тимирязев писал Это превращение простых неорганических веществ СО и воды – в органические – единственный на нашей планете естественныйпроцесс образования органического вещества. Все органические вещества, как бы разнообразны они ни были, где бы они ни встречались в растении, в животном, в человеке, а также в нефти, угле, – прошли через лист, образовались из веществ, сделанных листом. Работа 21. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ХИМИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ПИГМЕНТОВ ЛИСТА Общие сведения. Пигментная система хлоропласта высших растений представлена двумя типами пигментов зелеными – хлорофиллами аи в и желтыми – каротиноидами. Основной функциональный пигмент хлорофилла обнаружен у всех фотосинтезирующих организмов за исключением бактерий. Этот пигмент служит непосредственным донором энергии для фотосинтетических реакций, остальные пигменты лишь передают поглощенную ими энергию хлорофиллу а. У большинства наземных высших растений содержание хлорофилла а в два-три с половиной раза выше, чем содержание хлорофилла b. По химической природе хлорофиллы аи сложные эфиры дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов – метанола и фитола. В центре молекулы хлорофилла расположен атом магния, который соединен с четырьмя атомами азота пиррольных колец. 32 COOC 20 H 39 хлорофилла МgN 4 ОН 30 С 32 СООCН 3 COOC 20 H 39 хлорофилл b МgN 4 О 2 Н 28 С 32 СООCН 3 Хлорофилл b отличается от хлорофилла а тем, что у него ко второму пиррольному кольцу присоединена не метильная, а альдегидная группа, поэтому хлорофилл b содержит кислорода на один атом больше, а водорода – на два атома меньше. Молекулу хлорофилла делят на две части порфириновое ядро гидрофильная часть) и фитольный хвост (гидрофобная углеводородная часть. Таким образом, молекула хлорофилла полярна. Эта полярность молекулы обусловливает ее расположение в мембранах хлоропластов. хлорофилла хлорофилл b Обе части молекулы хлорофилла выполняют разные функции порфириновое ядро поглощает света фитольный хвост играет роль якоря, удерживающего молекулу хлорофилла в определенной части мембраны тилакоида. Каротиноиды – это полиеновые углеводороды красного, желтого и оранжевого цветов. Каротиноиды содержат 40 атомов углерода и представляют собой цепи, обладающие сопряженными двойными связями. Каротиноиды присутствуют в хлоропластах всех растений. Они входят также в состав хромопластов. В зеленых листьях каротиноиды обычно незаметны 33 из-за присутствия хлорофилла, но осенью при разрушении хлорофилла окрашивают листья в желтый и оранжевый цвет. Структура лютеина Материалы и оборудование Сухие или свежие листья, этиловый спирт, бензин, й раствор NaOH, й раствор соляной кислоты, ацетат меди. Конические колбы с обратным холодильником, водяные бани, штативы с пробирками, пипетки на 1 мл, конические колбочки, цветные карандаши. Порядок выполнения работы. Получение спиртового раствора (вытяжки) пигментов Обычно пигменты из растительной ткани извлекают полярными растворителями (этиловый спирт, ацетон, которые разрушают связь хлорофиллов и ксантофиллов с липопротеидами пластид и тем самым обеспечивают их полное экстрагирование. Неполярные растворители петролейный эфир, гексан, бензин и др) не нарушают связи этих пигментов с белками и потому не могут их извлечь из свежих листьев. Для получения вытяжки пигментов используют как сырой, таки сухой материал. При получении вытяжки пигментов из свежего растительного материала листья растений необходимо измельчить, поместить в ступку, добавить на кончике скальпеля СаСО 3 (для нейтрализации кислот клеточного сока) и немного чистого кварцевого песка. Тщательно растереть, приливая понемногу этилового спирта, смазать носик ступки с наружной стороны вазелином и слить полученный темно-зеленый раствор по стеклянной палочке в воронку с бумажным фильтром и отфильтровать. Для экстрагирования пигментов из сухого материала высушенные листья помещают в коническую колбу на 200 мл и ошпаривают кипятком для лучшего извлечения пигментов, затем воду сливают. В колбу приливают 100 мл этилового спирта, закрывают ее корковой пробкой с обратным холодильником и ставят в баню с кипящей водой для экстрагирования пигментов. После пятиминутного кипячения содержимое колбы охлаждают, и раствор осторожно сливают в другую колбу. Экстракт используют в последующих опытах. Разделение пигментов по Краусу Метод основан на различной растворимости пигментов в спирте и бензине. Указанные растворители водном сосуде не смешиваются, а образуют две фазы – верхнюю бензиновую и нижнюю спиртовую, благодаря чему разделяются компоненты смеси пигментов. В пробирку наливают 2-3 мл спиртового экстракта пигментов, добавляют 3-4 мл бензина. Содержимое пробирки сильно встряхивают, предварительно закрыв ее пробкой, и оставляют отстояться. По мере расслоения эмульсии бензиновый слой будет окрашиваться в зеленый цвет из-за лучшей растворимости в нем хлорофиллов. В бензин переходит и каротин, но его окраска маскируется окраской хлорофилла. Ксантофилл остается в спиртовом слое и придает ему золотисто-желтую окраску. Если пигменты разделяются недостаточно четко, добавляют три-четыре капли воды и снова встряхивают. При избытке воды возможно помутнение нижнего слоя. В этом случае следует прилить немного этилового спирта и взболтать содержимое пробирки. Зарисовывают окраску слоев и указывают распределение пигментов. Омыление хлорофилла щелочью Обрабатывая хлорофилл щелочью, можно вызвать омыление эфирных групп, те. отщепление остатков метилового спирта и фитола: COOCH 3 COONa С + 2NaOH C 32 H 30 ON 4 Mg + COOC 20 H 39 COONa + CH 3 OH + C 20 H 39 OH Образующаяся при этом соль хлорофиллиновой кислоты сохраняет зеленую окраску и оптические свойства хлорофилла, но отличается от него большей гидрофильностью. В пробирку с 2-3 мл спиртового раствора пигментов приливают 1 мл 20 го раствора NaOH и взбалтывают. После смешивания экстракта со щелочью пробирку ставят в кипящую водяную баню. Образующаяся при этом соль хлорофиллиновой кислоты сохраняет зеленую окраску и оптические свойства хлорофилла, но отличается от него большей гидрофильностью. Как только раствор закипит, пробирку вынимают и охлаждают. К охлажденному раствору добавляют равный объем бензина и несколько капель воды для лучшего разделения смеси. Затем содержимое пробирки резко встряхивают и дают отстояться. В бензиновый слой переходят каротин и ксантофилла в спиртовый – натриевая соль хлорофиллиновой кислоты. Зарисовывают окраску слоев и указывают распределение пигментов. Получение феофитина и обратное замещение водорода атомом металла Атом магния сравнительно слабо удерживается в порфириновом ядре хлорофилла и при осторожном воздействии сильных кислот легко замещается двумя протонами с образованием феофитина бурого цвета COOCH 3 COOCH 3 C 32 H 30 ON 4 Mg + 2HCl C 32 H 32 ON 4 + MgCl 2 COOC 20 H 39 Если на феофитин действовать солями меди, цинка или ртути, то вместо двух протонов в ядро входит соответствующий металл и продукты реакции окрашиваются в зеленый цвет. Однако полученная окраска несколько отличается от окраски хлорофилла COOCH 3 COOCH 3 C 32 H 32 ON 4 + Cu(CH 3 COO) 2 C 32 H 30 ON 4 Cu + COOC 20 H 39 COOC 20 H 39 + 2CH 3 COOH Следовательно, цвет хлорофиллов обусловлен металлорганической связью в их молекулах. Обратное введение магния в феофитин происходит с большим трудом. В две пробирки берут по 2 - 3 мл спиртовой вытяжки пигментов и добавляют по одной-две капли го раствора соляной кислоты. При взбалтывании зеленая окраска хлорофилла переходит в бурую, характерную для феофитина. Одну пробирку с феофитином оставляют для контроля, а во вторую вносят несколько кристаллов ацетата меди и нагревают раствор на водяной бане до кипения. По мере нагревания бурый цвет раствора меняется на зеленый в результате образования хлорофиллоподобного производного меди. Зарисовывают окраску феофитина и медьпроизводного хлорофилла. Работа 22. НАБЛЮДЕНИЕ ОПТИЧЕСКИХ СВОЙСТВ ПИГМЕНТОВ Общие сведения. В процессе фотосинтеза световая энергия перед преобразованием в химическую поглощается пигментами. Пигменты, локализованные в пластидах, поглощают свет видимой части спектра (380-720 нм, чем обусловлено название излучения этой области спектра (фотосинтетически активная радиация, или ФАР. Пигменты поглощают видимый свет не полностью, а избирательно, те. каждый пигмент имеет свой характерный спектр поглощения. В частности, важнейшая особенность спектра поглощения хлорофилла аи наличие у них двух ярко выраженных максимумов в красной области – соответственно 660 и 640 нм ив сине- фиолетовой – 430 и 450 нм (рис. 7). Минимум поглощения лежит в зоне зеленых лучей. Этими объясняется зеленая окраска пигментов. В живом листе у хлорофиллов более широкий и выровненный спектр поглощения. Так, красный максимум поглощения хлорофилла а в хлоропласте имеет несколько пиков 670, 683, 700, 710 нм у хлорофилла b он приходится на длины волн 650-655 нм. Аналогичное смещение в сторону длинноволновой части характерно и для синего максимума. Указанные различия между спектрами поглощения хлорофиллов в растворе и листе обусловлены степенью агрегации молекул пигмента и характером их связи с липопротеиновым комплексом в ламеллах тилакоидов. Рис. 7. Спектры поглощения хлорофиллов аи 37 Каротины и ксантофиллы поглощают свет только сине-фиолетовой части спектра (рис. 8). Оптические свойства пигментов определяются особенностями их химической структуры. В молекулах хлорофиллов и каротиноидов существует система конъюгировапных (сопряженных) двойных связей. Скелет системы составляют атомы углерода, соединенные между собой простыми (двухэлектронными) ковалентными связями – электронами. В образовании двойных связей, помимо электронов, участвуют два π- электрона. В подобных системах электроны не связаны с определенными атомами углерода, поэтому могут перемещаться по всей молекуле, образуя делокализованное электронное облако. Возбуждение электронов может осуществляться за счет квантов видимого света. Рис. 8. Спектр поглощения лютеина в органических растворителях В молекулах хлорофилла и каротиноидов система конъюгированных двойных связей определяет поглощение сине-фиолетовых лучей. Для хроматофорных свойств хлорофиллов большое значение имеет также гидрирование связи между атомами углерода в положении седьмого и восьмого атомов углерода четвертого пиррольного кольца. В частности, оно приводит к появлению полосы поглощения в красной части спектра и ослабляет поглощение желто-зеленых лучей. И, наконец, присутствие магния в ядре обусловливает еще большее усиление поглощения в красной области и ослабление – в зеленой. Для установления спектра поглощения пигментов используют спектроскоп. В него одновременно поступают два световых потока. Один идет непосредственно от источника света и проходит через кювету с пигментом, а потом разлагается призмой на составные части, другой отражается зеркалом в боковую щель, где попадает на грань второй призмы. В результате возникают два параллельных спектра, расположенных один над другим. Спектр отраженного от зеркала света служит контролем. По положению темных полос в опытном спектре определяют, какие лучи поглощаются исследуемым пигментом. Материалы и оборудование Спиртовая вытяжка пигментов листа, раствор каротина и ксантофилла (бензиновый слой, полученный после омыления хлорофилла. Пипетки на 1 мл, спектроскопы. Порядок выполнения работы. Определение спектра поглощения хлорофилла Спектроскоп устанавливают по отношению к свету так, чтобы все области спектра имели одинаковую яркость. В кювету наливают спиртовую вытяжку хлорофилла, помещают ее перед щелью спектроскопа и определяют положение темных полос, которые соответствуют лучам, поглощаемым хлорофиллом. Ширина полос зависит от концентрации пигмента или толщины слоя его раствора. Для наблюдения спектров поглощения растворов с разной концентрацией хлорофилла разбавляют вытяжку спиртом в отношениях 1:1, 1:2, 1:3, 1:4, 1:5 и т.д. и исследуют оптические свойства полученных растворов. По окончании опыта делают заключение о зависимости спектра поглощения хлорофилла от концентрации его раствора и объясняют установленный факт. Спектры поглощения каротина и ксантофилла Для получения спектра поглощения каротиноидов пипеткой осторожно берут бензиновый раствор, в который перешли каротин и ксантофилл после омыления хлорофилла, переносят его в кювету и помещают перед щелью спектроскопа. Рассматривают спектр поглощения и сравнивают его со спектром поглощения хлорофилла. Зарисовывают оба спектра. Флуоресценция хлорофилла Флуоресценция – испускание света возбужденной молекулой хлорофилла. Суть явления в следующем. При комнатной температуре ив темноте молекула хлорофилла находится в основном состоянии, те. энергия ее соответствует нижнему синглетному уровню (S 0 ). Поглощение кванта света сопровождается переходом одного из π-электроиов на более высокий энергетический уровень. В результате возникает синглетное электронно- возбужденное состояние молекулы. Синглетным называют такое возбужденное состояние, при котором переход электрона на более высокий энергетический уровень не сопровождается изменением знака спина. В спектрах поглощения ему соответствует одна линия. Если при этом поглощается квант красного света, то электрон переходит на первый синглетный уровень (S 1 ) с энергией 1,7 эВ и временем жизни 10 -8 -10 -9 с. В случае захвата кванта синего света электрон оказывается на втором синглетном уровне (S 2 ) с энергией 2,9 эВ, а время жизни электрона в таком состоянии уменьшается до с. Независимо оттого, в какое электронно-возбужденное состояние молекула была переведена поглощенным квантом, она, в конечном счете переходит на низший колебательный подуровень первого синглетного возбужденного состояния (S 1 ). Энергия этого состояния может использоваться на осуществление фотохимических процессов, мигрировать от одной молекулы хлорофилла к другой, растрачиваться в виде тепла или флуоресцентного излучения. В последнем случае электрон возвращается в исходное положение. Таким образом, независимо от длины возбуждающего света хлорофилл флуоресцирует только в красной части спектра. Уменьшение энергии кванта, излученного возбужденной молекулой, по сравнению с энергией поглощенного кванта получило название стоксового сдвига. Флуоресцируют только хлорофилла и хлорофилл b, каротиноиды не обладают этой способностью. В живом листе основным флуоресцирующим пигментом служит хлорофилла При этом в листьях флуоресценция выражена гораздо слабее, чем в растворе, так как часть поглощенной энергии используется на сенсибилизацию фотохимических реакций. Поэтому возрастание интенсивности фотосинтеза, как правило, влечет за собой ослабление флуоресценции. Изучение флуоресценции дает ценные сведения не только об использовании энергии в фотохимических процессах, но и о характере взаимодействия молекул различных пигментов в ламеллах тилакоидов хлоропласта, миграции энергии в фотосистемах и пр. Для определения флуоресценции спиртовую вытяжку пигментов или раствор хлорофилла в бензине, полученный при разделении пигментов по Краусу, помещают на темную бумагу у источника освещения и рассматривают в отраженном свете. Вытяжка хлорофилла будет темно- красного цвета. Флуоресценцию можно наблюдать ив живом листе. Для этого берут водяной мох Fontinalis или элодею канадскую (Elodea canadensis Michx.), помещают объект на предметный столик микроскопа и освещают сине- фиолетовыми лучами, под действием которых зеленые пластиды начинают светиться красным светом. Работа 23. КОЛИЧЕСТВЕННОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ Общие сведения. Хлорофилл и каротиноиды – важнейшие компоненты фотосинтетического аппарата листьев. Количественное их содержание в листьях зависит от жизнедеятельности организма, его генетической природы. Поэтому оно может быть использовано как физиологический показатель, характеризующий онтогенетические, возрастные и генетические особенности растений. Количество пигментов отражает и реакцию растительного организма на условия произрастания. Поэтому при физиологических исследованиях часто возникает необходимость проследить за динамикой содержания хлорофилла и каротиноидов в отдельных органах. Для извлечения пигментов из листьев применяют полярные растворители этиловый спирт, ацетон) или смесь полярных и неполярных (петролейный эфир, гексан, бензин, бензол) растворителей. Выбор растворителя зависит от условий опыта и объекта исследования. Наиболее часто используют этиловый спирт и ацетон. Пигменты лучше всего экстрагировать из свежего растительного материала, но можно и из фиксированного. В последнем случае надежным способом служит замораживание тканей с последующей лиофилизацией лиофильная сушка. Недопустимо фиксирование растительного материала сухим жаром в сушильном шкафу, поскольку постепенное повышение температуры сопровождается усилением гидролитических процессов, ив том числе гидролиза хлорофилла. Фиксированные листья помещают в эксикатор и хранят в темном и прохладном месте. При работе с сухим материалом используют й раствор ацетона или й раствор этилового спирта. Вытяжку используют для количественного анализа. Концентрацию пигментов определяют при помощи фотоэлектроколориметра или спектрофотометра. Фотоэлектроколориметром можно определить концентрацию хлорофиллов в спиртовой или ацетоновой вытяжке, содержащей все пигменты, не отделяя их от каротиноидов. Это возможно, потому что для хлорофиллов в отличие от каротиноидов характерно поглощение ив красной части спектра. Количество каротиноидов в смеси с хлорофиллами можно определить только на спектрофотометре. Для более тонкого количественного анализа пигментной системы листьев предварительно осуществляют ее разделение хроматографическим методом. Содержание пигментов выражают в миллиграммах на единицу сырой или сухой массы (наг, в процентах сырой сухой) массы и на единицу площади листьев (дм. Материалы и оборудование Листья растений, й раствор ацетона, кварцевый песок, СаСО 3 , вазелин. Весы, ножницы, ступки с пестиками, мерные колбы на 25 мл, воронки, стеклянные палочки, спектрофотометр. Порядок выполнения работы. Получение ацетоновой вытяжки Навеску листьев (0,1-0,15 г) помещают в фарфоровую ступку, добавляют немного диоксида кальция, промытого кварцевого песка и растирают с 2-3 мл го раствора ацетона. К растертой массе добавляют 4-5 мл ацетона и снова растирают несколько минут. После отстаивания раствора экстракт осторожно сливают по палочке в воронку фильтром. Экстракцию небольшими порциями чистого растворителя повторяют до тех пор, пока пигменты не будут извлечены полностью. Затем фильтрат переливают через сухую стеклянную воронку в мерную колбочку на 25 мл. Далее содержимое колбочки доводят растворителем до метки, закрывают каучуковой пробкой, тщательно взбалтывают и используют для определения концентрации пигментов. Анализ пигментов выполняют при комнатной температуре на рассеянном свету, так как при сильном освещении может произойти фотоокисление хлорофилла. Хранить вытяжку можно в темном холодном месте. Определение концентрации хлорофилла на фотоэлектрокалориметре Для определения концентрации пигментов используют красный светофильтр (650 нм) и кюветы шириной 10 мм. Оптическую плотность экстракта, определяют относительно чистого растворителя (ацетона. Результаты получаются надежными при показаниях ФЭКа от 0,1 до 0,4. Если оптическая плотность выше 0,5, то вытяжку следует разбавить. Если же показания ФЭКа меньше 0,08, работу следует повторить с самого начала, взяв большую навеску. Показания ФЭКа переводят в величины концентрации, используя калибровочный график. Для построения калибровочного графика готовят серию стандартных растворов хлорофилла возрастающей концентрации и находят оптическую плотность каждого из них. Затем строят график. На оси абсцисс откладывают значения концентрации, а на оси ординат – соответствующие им значения оптической плотности (рис. 9). Точки пересечения соединяют и получают калибровочный график. 0 0,4 0,8 1,2 1,6 0 5 10 оптическая плотность Содержание хлорофилла, мкг/мл вытяжки |