Реферат по бак лабе. Приказ Министерства здравоохранения СССР от 29 апреля 1969 г. N 300 "О штатных нормативах медицинского и инженернотехнического персонала санитарноэпидемиологических станций" с изменениями и дополнениями от 31 марта 1978 г.

• Название: Приказ Министерства здравоохранения СССР от 29 апреля 1969 г. N 300 "О штатных нормативах медицинского и инженернотехнического персонала санитарноэпидемиологических станций" с изменениями и дополнениями от 31 марта 1978 г.
• Дата: 04.03.2018
• Размер: 81.11 Kb.
• Имя файла: Реферат по бак лабе.docx
• Тип: Документы; #37701
• страница: 4 из 4

7. Оценка эффективности ультрафиолетового бактерицидного излучения

Качество обеззараживания воздуха ультрафиолетовым облучением зависит от мощности бактерицидного излучения. Мощность бактерицидного излучения определяется количеством облучателей и эффективностью их функционирования.

В связи с тем, что количество облучателей определяют при организации лаборатории согласно требованиям, предъявляемым к помещениям данного назначения, методика расчета количества установок для ультрафиолетового облучения в настоящем документе не рассматривается. Правильность расчета можно проверить по паспорту на используемый бактерицидный облучатель ( У Ф- лампы ) или согласно руководству МЗ РФ Р.3.1.683-98 «Использование ультрафиолетового излучения для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях»

В процессе работы мощность потока бактерицидного излучения лампы снижается. В связи с этим при выработке 1 /3 ресурса (ресурс лампы указан в паспорте на лампу) время экспозиции необходимо увеличить в 1 ,2 раза, а после 2 /3 номинального срока службы - в 1 ,3 раза. При выработке гарантированного срока службы лампа подлежит замене, даже если она функционирует.

Для обеспечения качественной работы ультрафиолетовых ламп необходимо:

· фиксировать дату начала эксплуатации, вести учет времени работы лампы, вносить коррективы времени экспозиции и осуществлять замену согласно отработанному ресурсу лампы;

· не менее 1 раза в месяц протирать лампы от пыли. Эффективность ультрафиолетового облучения помещения оценивают по результатам микробной обсемененности воздуха.

Применение ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха считают эффективным, если уровень микробной обсемененности после облучения не превышает допустимых пределов - пророст не более 3 колоний на чашке при использовании седиментационного метода и не выше 500 КОЕ/м³ при использовании аспирационного метода.

В случаях пророста на чашках более 3 колоний или обсемененности воздуха > 500 КОЕ/м³ выполняют внеплановую генеральную уборку бокса с обработкой всех поверхностей с использованием дезинфицирующих средств и обеззараживанием воздуха ультрафиолетовым облучением.

После окончания мероприятий контроль микробной обсемененности воздуха повторяют.

Если при повторном определении уровень обсемененности воздуха снова превышает нормативы, определяют бактерицидную эффективность облучения.

Бактерицидная эффективность является процентным выражением степени снижения микробной обсемененности воздуха после ультрафиолетового облучения.

Методика контроля. Для расчета бактерицидной эффективности производят определение микробной обсемененности воздуха аспирационн ы м методом, как указано в п. 6.2, до и после облучения. Бактерицидную эффективность рассчитывают по формуле:

БЭ = (( N _д - N _п )/ N _д ) Ч 100 %

где БЭ - бактерицидная эффективность облучения в данном помещении;

N _д - число микроорганизмов до облучения;

N _п - число микроорганизмов после облучения.

· Применение ультрафиолетового бактерицидного излучения для обеззараживания воздуха считают эффективным, если бактерицидная эффективность составляет не менее 99 % .

При получении неудовлетворительных результатов контроля ставят в известность руководителя лаборатории и принимают меры по выяснению причин недостаточной эффективности обеззараживания.

Если установленная бактерицидная эффективность ультрафиол ет ового облучения в пределах нормы, а микробная обсемененность воздуха превышает нормативы, необходимо выяснить источник контаминации воздуха.

Раздел составлен на основе:

руководства Минздрава России Р 3.1 .683-98 «Использование ультрафиолетового излучения для обеззараживания воздуха и поверхностей в помещениях».

8. Процедура контроля стерильности фильтровальных установок

Контроль стерильности фильтровальных установок проводят перед началом посева методом мембранной фильтрации.

Для контроля используют:

· плотную полноценную неселективную среду (питательный агар, ГРМ-агар и др.) проверенной ранее серии (раздел 11);

· стерильные мембранные фильтры (нитрат- или ацетат-целлюлозные) для микробиологических целей с диаметром пор 0 ,45 мкм, проверенной ранее партии (раздел 12);

· стерильную водопроводную воду;

· спирт ректификат 96 °-ный.

Накануне исследования питательный агар проверенной серии разливают в чашки Петри слоем не менее 2 мм и проверяют на стерильность. Для этого одну чашку из приготовленной среды инкубируют при температуре 37 °С в течение 24 часов. При наличии роста микроорганизмов приготовленную среду выбраковывают.

Методика контроля

Фильтровальные воронки устанавливают в гнезда фильтровальных столиков. Внутренние поверхности воронки фильтровальной установки смачивают 96°-ным спиртом и фламбируют. После сгорания спирта и остывания воронок одну из воронок снимают. С помощью стерильного пинцета помещают мембранный фильтр на основание держателя фильтра, затем снова присоединяют фильтровальную воронку.

При отключенном вакууме воронку заполняют стерильной водой таким образом, чтобы вода обмыла внутренние стенки воронки. Объем стерильной воды должен составлять не менее половины максимального объема воронки.

Включают вакуум и отфильтровывают содержимое воронки. Вакуум отключают, снимают фильтровальную воронку и стерильным пинцетом переносят мембранный фильтр с основания на чашку со средой. Между мембранным фильтром и поверхностью агара не должно быть пузырьков воздуха. Чашки с посевами переворачивают и инкубируют в термостате при (37 ± 1 ) °С в течение (24 ± 2 ) часов.

Рост микроорганизмов свидетельствует о неэффективной обработке фильтровальной установки. Результаты заносят в журнал контроля стерильности фильтровальных установок и визируют подписью сотрудника, выполнившего контроль (прил. 6). Обо всех случаях нестерильности фильтровальных установок ставят в известность руководителя подразделения.

9. Процедура контроля обсемененности флаконов для отбора проб

Контролю подвергаются все виды флаконов, используемые для отбора проб: стеклянные многоразового использования после стерилизации и пластиковые одноразового использования, поступающие стерильными от производителя.

Условия проведения испытаний в значительной мере обусловливают качество данного вида контроля. В этой связи его неотъемлемой частью является следующий комплекс мероприятий.

1. Анализ проводят в боксе для разливки сред или в посевных комнатах (боксах) для посева питьевой воды.

2 . Непосредственно перед исследованием проводят дезинфекционную обработку помещения (мытье бокса). После дезобработки включают дополнительно бактерицидные лампы на 1,5 - 2 часа.

Спецодежду для проведения анализа (халат, шапочку, четырехслойную марлевую маску) стерилизуют. Режим стерилизации спецодежды: автоклавирование при температуре (120 ± 1 ) °С в течение 45 минут или при температуре (132 ± 2 ) °С в течение 20 минут.

Перед входом в бокс сотрудник, проводящий испытания, тщательно моет руки теплой водой с мылом и щеткой, вытирает стерильно полотенцем, одевается в стерильный халат, шапочку, маску, надевает перчатки, обрабатывает их 70 % -ны м этиловым спиртом.

При наличии ламинарного укрытия исследование выполняют в спецодежде с использованием стерильных перчаток.

Во время испытаний проводят кон т роль воздуха на обсемененность в соответствии с процедурой, описанной в п. 6.2. Результаты контроля заносят в протокол испытания.

Контроль обсемененности стеклянных флаконов для отбора проб. Целью проведения данного вида контроля является выборочный контроль качества подготовки посуды в отношении различных по устойчивости микроорганизмов, учитываемых при проведении анализа питьевой воды: контроль на общую обсемененность, контроль на наличие спор сульфит редуцирующих клостридий.

При проведении контроля режимов суховоздушной стерилизации в полном объеме (биологический, термический, химический) с рекомендуемой периодичностью, контроль обсемененности стеклянных флаконов для отбора проб в зависимости от объема стерилизуемых партий проводят не реже 1 раз в квартал.

Для каждого вида анализа отбирают флаконы в количестве 1 % , но не менее 3 от общего количества партии стерилизованной посуды. Партией флаконов считают все флаконы, прошедшие стерилизацию за один цикл работы одного стерилизатора.

В случае получения результата, свидетельствующего о нестерильности хотя бы одного флакона, все партии флаконов, прошедшие обработку в данном стерилизаторе , бракуют. Забракованные партии флаконов подлежат повторной стерилизации. Выясняют возможные причины нарушения стерильности. Проводят комплексную проверку стерилизатора с одновременным использованием химического, термического (в 5 точках) и биологического контроля согласно п. 6.1.

Для контроля используют:

· жидкую полноценную неселективную среду (питательный бульон, ГРМ-бульон и др.), проверенной ранее серии (раз д ел 11);

· плотную полноценную неселективную среду (питательный агар, ГРМ-агар и др.), проверенной ранее серии (раздел 11);

· железосульфитный агар, приготовленный согласно МУК 4.2.1018-01, либо зарубежные аналоги, предназначенные для определения сульфитредуцирующих клостридий в воде;

· стерильные мембранные фильтры (нитрат- или ацетат-целлюлозные) для микробиологических целей с диаметром пор 0 ,45 мкм, проверенной ранее партии (раздел 12);

· стерильные чашки Петри диаметром 90 мм;

· стерильную водопроводную воду;

· спирт ректификат 96 °-ны й для фламбирования;

· спирт ректификат 70 %-ны й для дезинфекции.

Питательный бульон предварительно проверяют на стерильность. Для этого 2 пробирки от приготовленной партии среды инкубируют при температуре 37 °С в течение 48 часов - учитывают наличие (отсутствие) пророста среды. При наличии пророста партию бульона выбраковывают. Контроль стерильности питательного агара и же лезосульфитного агара проводят в процессе исследования путем постановки отрицательного контроля.

Контроль на общую обсемененность. В исследуемые флаконы вносят питательный бульон в количестве 20 % от объема флакона (например, во флакон 500 мл вносят 100 мл питательного бульона). Флаконы закрывают стерильными резиновыми (силиконовыми) пробками.

Переворачиванием или встряхиванием флаконов трехкратно обмывают всю внутреннюю поверхность флакона, включая пробку. Инкубацию посевов проводят в этих же флаконах при ( 37 ± 1 ) °С в течение (48 ± 2 ) часа. При видимом росте (помутнение бульона) в каком-либо флаконе результат учитывают как «не стерильно». При сохранении прозрачности питательного бульона проводят контроль пророста бульона: из каждого флакона отбирают по 1 мл содержимого, вносят в 2 стерильные чашки Петри и заливают питательным агаром. Параллельно для контроля стерильности используемого питательного агара стерильную чашку Петри заливают тем же питательным агаром (отрицательный контроль). Чашки с посевами инкубируют при температуре 37 °С в течение 48 часов.

Наличие бактериального роста при условии отсутствия роста микроорганизмов в отрицательном контроле свидетельствует о нестерильности флакона. Результаты заносятся в протокол исследования.

Контроль на наличие спор сульфитредуцирующих клостридий

В исследуемые флаконы вносят стерильную водопроводную воду в количестве 20 % от объема флакона (например, во флакон 500 мл вносят 100 мл воды). Флаконы закрывают стерильными резиновыми пробками.

Переворачиванием или встряхиванием флаконов трехкратно обмывают (смачивают) всю внутреннюю поверхность флакона, включая пробку. Фильтровальную установку фламбируют, после чего производят фильтрацию 100 мл стерильной водопроводной воды (отрицательный контроль), затем через другой мембранный фильтр без дополнительного обжига установки фильтруют весь объем смыва с флакона.

Дальнейшие исследования обоих фильтров («смыва» и «контроля») выполняют аналогично по схеме анализа на выявление спор сульфитредуцирующих клостридий по МУК 4.2.1018-01.

Наличие роста колоний сульфитредуцирующих клостридий при отсутствии роста в отрицательном контроле свидетельствует о нестерильности флакона. Результаты заносятся в протокол исследования.

Раздел составлен на основе:

МУ 24-92 Министерства медицинской промышленности «Контроль стерильности материалов первичной упаковки».

10. Контроль качества дистиллированной воды

В микробиологических исследованиях воды дистиллированная вода используется для приготовления питательных сред, различных растворов, мытья лабораторной посуды, заправки паровых стерилизаторов.

Дистиллированная вода, применяемая в микробиологических лабораториях, должна соответствовать требованиям ГОСТ 6709-72 и проходить контроль не реже 1 раза в месяц.

Хранить дистиллированную воду следует в стеклянных или пластиковых бутылях, желательно с нижним сливом, закрытых крышками или пробками.

Документы Международного комитета по стандартизации предъявляют более жесткие требования к воде, предназначенной для приготовления питательных сред. Разный состав воды может обусловливать отличия по качеству питательных сред, приготовленных в разных лабораториях или даже в одной и той же лаборатории из обезвоженной среды одной серии одного производителя, и, как следствие, существенные различия в результатах анализа.

В качестве оптимального варианта для приготовления питательных сред, а также реактивов, используемых непосредственно в анализе, предлагается применение бидистиллированной или деминерализованной воды.

Стандарт ISO 7218 :1996 , а также ГОСТ Р 51446-99 качество воды, предназначенной для приготовления питательных сред, оценивают по удельному сопротивлению, которое должно быть не менее 300000 Ом/см (либо по электропроводности - не более 3 МкС/см).

Об этом необходимо помнить при использовании для приготовления питательных сред дистиллированной воды, полученной с помощью дистилляторов и контролируемой по ГОСТ 6709-72.

При использовании деминерализованной воды необходимо обращать внимание на содержание микроорганизмов, которые могут размножаться на фильтрах, и при прохождении через ионообменник попадать в воду. При высокой контаминации воды микроорганизмами продукты их жизнедеятельности могут оказывать ингибирующее действие на рост исследуемых микроорганизмов. Наиболее адекватным методом контроля в этих случаях является определение общего числа микроорганизмов, выросших на питательном агаре при температуре 22 °С в течение 72 часов.

При приобретении установок деионизированной воды для микробиологических анализов, необходима консультация с производителями в целях выбора способов обработки, предотвращающих вторичное микробное загрязнение воды.