Выделение чистых культур.Стерилизация. Рассказать поэтапно выделение чистой культуры микробоваэробов. Этапы выделения чистых культур аэробных бактерий

• Название: Рассказать поэтапно выделение чистой культуры микробоваэробов. Этапы выделения чистых культур аэробных бактерий
• Анкор: Выделение чистых культур.Стерилизация
• Дата: 07.12.2022
• Размер: 47.23 Kb.
• Имя файла: Mikra_7 (2).docx
• Тип: Рассказ; #833325

1. ЗАНЯТИЕ 7

1. ВЫДЕЛЕНИЕ ЧИСТЫХ КУЛЬТУР БАКТЕРИЙ (ПРОДОЛЖЕНИЕ)
   МЕТОДЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ

1) Как вы будете проводить выделение чистой культуры аэробов и анаэробов на данном занятии?

Рассказать поэтапно выделение чистой культуры микробов-аэробов.

Этапы выделения чистых культур аэробных бактерий:

1 - макро- и микроскопическое изучение исследуемого материала и посев на плотные питательные среды для получения изолированных колоний.

2 - макро- и микроскопическое изучение колоний и пересев их на скошенный агар для получения чистой культуры;

3 - проверка культуры на чистоту и ее идентификация;

4 - вывод о выделенной культуре.

Получение чистой культуры микроорганизмов происходит в несколько этапов: сначала производят механическое разобщение для посева исследуемого материала на питательную среду. При посеве необходимо получить рост отдельных колоний. При выделении культуры бактерий из зева посев производят тампоном, втирая материал в питательную среду (ЖСА).

В этом конкретном случае для выделения чистой культуры стафилококка используют разобщение микробов и применение элективной питательной среды – желточно-солевого агара Чистовича, на котором вырастают в основном только колонии стафилококков.

Изучают рост колоний (второй день исследования) и делают высев на скошенный МПА. Колония – это потомство одной микробной клетки. У каждого вида бактерий колонии обладают характерными признаками. Учитывают размеры колоний, их число, форму, характер края, поверхность, структуру, прозрачность, наличие пигмента, выделение фермента патогенности – лецитовителлазы (расщепление лецитина питательной среды до диглицерида, который дает образование ореола вокруг колоний). Например, колонии патогенного стафилококка могут быть круглые выпуклые, с ровным краем, гладкой поверхностью, имеют золотисто-желтый пигмент, выделяют лецитовителлазу.

Для идентификации культуры применяют методы: изучение морфологии при окраске по Грамму; определение биохимических свойств бактерий (спектр расщепления углеводов по средам Гисса); выявление образования ферментов патогенности, токсинов и антигенной структуры по реакциям со специфической иммунной сывороткой; определение чувствительности культуры к антибиотикам.

Рассказать поэтапно выделение чистой культуры микробов–анаэробов.

1 этап. Забор и доставка исследуемого материала

2 этап. Посев материала на питательные среды с целью получения изолированных колоний

(среды обогащения: сахарный бульон, тиогликолевая среда, железосульфитная среда)

3 этап. Накопление чистой культуры

4 этап. Идентификация выделенной чистой культуры:

а) изучение морфологических и тинкториальных свойств;

б) изучение культуральных свойств;

в) изучение биохимических свойств;

г) биопроба на лабораторных животных – изучают клинику и патогенез заболевания,реакция нейтрализации токсина на лабораторных животных;

д) определение чувствительности микробов к антибиотикам диско-диффузионным методом (метод бумажных дисков).

2) Как, по каким признакам проводится описание изолированных колоний бактерий на плотных питательных средах?

На плотных средах изучают колонии микроорганизмов. Бакте­рии каждого вида формируют колонии с определенными призна­ками, которые обычно учитывают при идентификации. Раз­мер колоний: крупные — диаметром 4...6 мм и более, сред­ние—2...4 мм, мелкие — 1...2мм и точечные колонии диаметром менее 1 мм. Форма колоний может быть правильной круг­лой, неправильной (амебовидной, розеткообразной), корневид­ной. Цвет зависит от способности микроорганизма образовывать пигмент: белый, желтый, красный, сине-зеленый и т. д. Бактерии, не синтезирующие пигмент, формируют бесцвет­ные колонии. Учитывают характер поверхности, ко­торая может быть шероховатой, блестящей, матовой, сухой, влажной, гладкой, радиально или концентрически исчерченной. Края колонии могут быть ровными, волнистыми, зазубренны­ми, бахромчатыми, их исследуют невооруженным глазом и под малым увеличением микроскопа. Рельеф (про­филь) определяют, рассматривая колонию сбоку; различают плоские, конусообразные, куполообразные, плоские с конусо­видным центром или углублением в центре колонии, с утолщен­ными (валикообразными) краями. Учитывают про­зрачность колонии: непрозрачная, полупрозрачная, про­зрачная. Структура может быть однородной, зернистой, волокнистой и т.д. Ее выявляют при слабом увеличе­нии микроскопа. Консистенция может быть пастообраз­ной, слизистой, плотной (сухой) и т.д.; ее определяют, дотраги­ваясь до колонии бактериологической петлей. Колонии некото­рых видов врастают в толщу питательной среды, что также определяют при помощи бактериологической петли. Запах: многие виды бактерий в процессе роста на питательных средах выделяют специфические ароматические вещества.

Ценную дополнительную информацию об особенностях стро­ения колоний дает их изучение в косопадающем пучке света. Культуры на прозрачной агаровой среде в чашках Пет­ри помещают на предметный столик бинокулярной лупы. Между бинокулярной лупой и источником света помещают зеркало от микроскопа вогнутой стороной вверх таким образом, чтобы лучи, отраженные от него, попадали в плоскость изучаемого объекта под углом 40...45°. Зеркало устанавливают на равном удалении от объекта и источника света (12...14 см). При таком осве­щении колонии бактерий могут быть окрашены в различные цве­та. Цвет зависит как от видовых особенностей, так и от состоя­ния культуры (S-, R-формы).

3) Что входит в понятие «культуральные свойства микробов»? Для чего их изучают?

Культуральные признаки микробов определяются характером роста их на питательных средах. Будучи постоянными. для каждого вида микроба, они являются важным диагностическим признаком. Рост микробов на плотной питательной среде. Для изучения свойств колоний микробы культивируют на плотных питательных средах в чашках Петри. При посеве материала •-стараются получить изолированный рост колоний.

Колонией называют изолированное скопление клеток одного вида, выросших из одной клетки (клон клеток). В зависимости от того, где растет микроорганизм (на поверхности плотной питательной среды, в толще ее), различают поверхностные, глубинные и донные колонии.

Колонии, выросшие на поверхности среды, отличаются разнообразием, они видоспецифичны и их изучение используется для определения видовой принадлежности исследуемой культуры.

При описании колоний учитывают следующие признаки:

1. 
   форму колонии– округлая, амебовидная, ризоидная, неправильная и т.д.;
   
2. 
   размер (диаметр) колонии– очень мелкие (точечные) (0,1-0,5 мм), мелкие (0,5-3 мм), средних размеров (3-5 мм) и крупные (более 5 мм в диаметре);
   
3. 
   поверхность колонии– гладкая, шероховатая, складчатая, морщинистая, с концентрическими кругами или радиально исчерченная;
   
4. 
   профиль колонии– плоский, выпуклый, конусовидный, кратерообразный и т.д.;
   
5. 
   прозрачность– тусклая, матовая, блестящая, прозрачная, мучнистая;
   
6. 
   цвет колонии(пигмент) – бесцветная или пигментированная (белая, желтая, золотистая, красная, черная), особо отмечают выделение пигмента в среду с ее окрашиванием;
   
7. 
   край колонии– ровный, волнистый, зубчатый, бахромчатый и т.д.;
   
8. 
   структура колонии– однородная, мелко или крупнозернистая, струйчатая; край и структуру колонии определяют с помощью лупы или на малом увеличении микроскопа, поместив чашку Петри с посевом на столик микроскопа крышкой вниз;
   
9. 
   консистенция колонии– определяют прикасаясь к поверхности петлей, колония может быть плотной, мягкой, врастающей в агар, слизистой (тянется за петлей), хрупкой (легко ломается при соприкосновении с петлей).
   

Этот этап представляет собой изучение особенностей их роста на плотных, полужидких и жидких средах при определенных условиях.

Характер роста на плотной питательной среде изучают с подробным описан формы, величины, прозрачности, цвета, поверхности, рельефа, консистенции краев и структуры колоний, образованных на МПА, также изучают характер роста по линии укола при посеве в столбик МПЖ. Бактерии каждого вида формируют колонии с определенными признаками, которые учитывают при идентификации.

Культуральные свойства бактерий питательные потребности, условия роста и характер роста бактерий на бактериол. средах. В питательные потребности включают источники углерода, азота и ростовых факторов, способность бактерий расти на определенных питательных средах, в условия роста -рН,Eh, концентрацию О2 плотность, осмотическое давление среды, температуру роста; в характер роста - скорость роста (быстрый, медленный), внешний вид к-рых на жидких, плотных и полужидких средах, изменения, к-рые наступают в среде или отдельных ее компонентах в процессе роста микробов. Сведения о К.с. используют при выборе способов культивирования и при идентификации выделенной к-ры.

4)Пигменты микробов, их характеристика: приведите примеры микробов, образующих пигменты, растворимые в воде, растворимые в органических растворителях и нерастворимые пигменты.

Значение пигментов:

• 
  защита микробов от действия солнечного света;
  
• 
  участие в обмене веществ микроорганизмов.
  

Условия образования:

• 
  солнечный свет;
  
• 
  наличие кислорода.
  

Классификация пигментов по растворимости:

• 
  растворимые в воде (пиоцианин);
  
• 
  растворимые в органических растворителях (продигиозан);
  
• 
  нерастворимые в воде и органических растворителях (липохромы).
  

Многие бактерии и грибы в процессе жизни выделяют красящие вещества-пигменты, придающие культурам разнообразный цвет и оттенки (белый, желтый, красный, розовый, золотистый, черный, зеленый, фиолетовый).

Образование пигмента для ряда микроорганизмов является стойким признаком вида, что используют при их идентификации.

Если пигмент растворим в воде, то питательная среда, в которой растут пигмен­тирующие бактерии, также окрашивается в соответствующий цвет.

В зависимости от отношения к растворителям - воде, спирту, эфиру, различают:

1. 
   пигменты, растворимые в воде (синий пигмент пиоцианин, выделяемый P.aeruginosa
   
2. 
   пигменты, растворимые в спирте (красный пигмент - продигиозан, выделяемый В.prodigisum)
   
3. 
   пигменты, не растворимые ни в воде, ни в спирте (черный пигмент грибов). Пигменты у микробов играют защитную роль против действия солнеч­ного света. Кроме того они участвуют в процессе дыхания.
   

Пигменты бактерий – это специфические фоторецепторные молекулы, вторичные метаболиты, образующиеся на свету и придающие бактериям окраску. (Наличие у бактерий пигментов обычно связано с их способностью существовать за счет энергии света. Некоторые микроорганизмы утратили способность к фотосинтезу, но сохранили пигменты. Способность образовывать пигменты детерминирована генетически и используется в качестве диагностического признака. Образование пигментов зависит от состава среды и условий культивирования. У многих микроорганизмов образование пигмента происходит только на свету. Пигменты различают по химическому составу и цвету.)

Классификация пигментов по химическому составу и цвету:

Химический состав	Цвет	Пигментообразующие микроорганизмы
Хиноновые	Желтый	Микобактерии
Азахиноновые (индигоидин)	Синий	Коринеактерии, псевдомоны, артробактерии
Каротиноиды	Красный, оранжевый, желтый, белый	Сарцины, актиномицеты, стафилококки, микрококки, коринебактерии, дрожжи
Меланиновые	Черный, коричневый	Бактероиды, порфиромоны
Пирроловые (продигиозин)	Ярко-красный	Серрации
Фенозиновые (пиоцианин)	Сине-зеленый (щелочная среда) или красный (кислая среда)	Синегнойная палочка
Пиразиновые (пульхерримин)	Темно-красный	Кандида

Классификация пигментов по растворимости:

• 
  Ø жирорастворимые (каротиноидные, хиноновые, азахиноновые);
  
• 
  Ø водорастворимые (фенозиновые, пиразиновые) – хромопарные (способны диффундировать в окружающую среду и окрашивать не только колонии, но и питательные среды);
  
• 
  Ø спирторастворимые (каротиноидные, пирроловые);
  
• 
  Ø нерастворимые ни в воде, ни в сильных кислотах (меланиновые).
  

Значение пигментов:

• 
  Ø защита от действия видимого света и УФ-лучей;
  
• 
  Ø ассимилируют углекислый газ;
  
• 
  Ø обезвреживают токсичные кислородные радикалы;
  
• 
  Ø участвуют в синтезе витаминов;
  
• 
  Ø обладают антибиотическим действием и свойствами биологически активных веществ;
  
• 
  Ø цвет пигмента используют в идентификации бактерий.
  

5) Определите понятия: асептика; антисептика, дезинфекция, стерилизация.

Асептика – система мероприятий, предупреждающих внесение (попадание) микроорганизмов из окружающей среды в ткани или полости человеческого организма при лечебных и диагностических манипуляциях, а также в материал для исследования, в питательные среды и культуры микроорганизмов при лабораторных исследованиях.

Антисептика - комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных на уничтожение микроорганизмов, способных вызвать инфекционный процесс на поврежденных или интактных участках кожи и слизистых оболочек.

Дезинфекция - обеззараживание объектов окружающей среды: уничтожение патогенных для человека и животных микроорганизмов с помощью химических веществ, обладающих антимикробным свойством.

Стерилизация - обеспложивание, т. е. полное уничтожение вегетативных форм микроорганизмов и их спор в различных материалах.

6) Перечислите методы стерилизации, применяемые в микробиологической практике и медицине. Охарактеризуйте каждый из этих методов: аппаратура, режим стерилизации (температура и время), стерилизуемые материалы, контроль успешной стерилизации.

Стерилизацию проводят физическими методами: 1) воздействием высокой температуры: 2) путем ультрафиолетового облучения; 3) механическим путем - фильтрацией жидкостей через бактериальные фильтры, а также химическими методами.

Физические методы стерилизации.

1. Прокаливание в пламени спиртовки или газовой горелки. Данный способ применяется ограниченно, например дляv стерилизации бактериологических петель, препаровальных игл, пинцетов.

2. Стерилизация кипячением. Этим методом стерилизуют шприцы, мелкий хирургический инструментарий, предметные и покровные стекла и некоторые другие предметы. Их помещают в стерилизаторы, в которые наливают воду. Для устранения жесткости и повышения температуры кипения к воде добавляют 1-2% раствора бикарбоната натрия. Кипячение производят не менее чем 30 мин. Однако данный метод не обеспечивает полной стерилизации, так как некоторые вирусы (например, вирус гепатита) и споры бактерий могут остаться жизнеспособными.

3. Стерилизация сухим жаром, или суховоздушная стерилизация в сушильном шкафу (печи Пастера). Метод основан на бактерицидном действии нагретого до 165-180°С воздуха. При более высокой температуре происходит обугливание ватных пробок, бумаги, в которую завернута посуда, а при более низкой температуре требуется больший срок стерилизации. Сухим жаром стерилизуют стеклянную посуду: чашки Петри, пробирки, пипетки и др.

4. Стерилизация паром под давлением в автоклаве. Один из наиболее эффективных методов стерилизации, который широко применяется не только в микробиологической практике, но и в клинической медицине. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и соблюдения правил безопасности. Многие питательные среды, перевязочный материал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15- 20 мин, питательные среды с углеводами-при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала производят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин. Максимальную температуру пара измеряет максимальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной температурой плавления: бензонафтол (110°), бензойную кислоту (120°С).

5. Стерилизация текучим паром в аппарате Коха или в автоклаве. Данный вид стерилизации (при незавинченной крышке и открытом выпускном кране) основан на антибактериальном действии пара в отношении вегетативных клеток. Он применяется в тех случаях, когда стерилизуемый материал не выдерживает высокой температуры, например питательные среды с витаминами, углеводами. Для полного обеспложивания применяют принцип дробной стерилизации, т. е. стерилизуют материал при 100°С (или 80-90°С) в течение 20-30 мин 3 дня подряд. При этом вегетативные клетки погибают, а споры сохраняются и за сутки прорастают. Последующее двукратное прогревание обеспечивает достаточно надежную стерильность материала.

6. Тиндализация. Дробная стерилизация материалов при 58-56°С в течение часа 5-6 дней подряд. Применяется для стерилизации легко разрушающихся при высокой температуре веществ (сыворотка крови, витамины и др.).

7. Пастеризация. Данный метод основан на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бактериальных спор. Нагревание материала производится при температуре 50-65°С в течение 15-30 мин или 70-80°С в течение 5-10 мин с последующим быстрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

8. Стерилизация ультрафиолетовыми лучами. Метод основан на бактерицидном действии УФ-лучей с длиной волны 260-300 мкм. Для стерилизации воздуха в боксах, операционных, детских учреждениях используют бактерицидные лампы разной мощности (БУВ-15, БУВ-30).

Механическая стерилизация (фильтрование). Данный метод основан на механической задержке микроорганизмов и их спор мелкопористыми фильтрами с определенным диаметром пор. В лабораторной практике широко применяется фильтрация материала через асбестовые и мембранные фильтры с разным диаметром пор. Эти фильтры помещают в разъемную часть цилиндрической воронки Зейтца, обе части которой скрепляются барашкообразными болтами. Трубчатый конец воронки через резиновую пробку вставляют в колбу Бунзена. Перед фильтрацией вся смонтированная система с асбестовым фильтром стерилизуется в автоклаве. Мембранные фильтры стерилизуют отдельно кипячением, а потом вставляют в стерильную воронку Зейтца. Фильтрация проводится с помощью вакуум-насоса, к которому присоединяют колбу Бунзена.

Асбестовые фильтры выпускаются диаметром 35 и 140 мм; различают фильтрующую марку (ф) и стерилизующую (сф). Мембранные фильтры представляют собой пластинки толщиной около 0,1-0,5 мм и диаметром 35 мм из нитроклетчатки или ацетилцеллюлозы. В зависимости от размеров пор эти фильтры имеют номера 1-5 (размеры пор соответственно равны 350-1200 нм). Оба типа фильтров рассчитаны на однократное применение. Фильтрование используют для стерилизации жидких материалов, не выдерживающих нагревания (сыворотка крови, антибиотики), для получения бактериальных токсинов, фагов и разных продуктов жизнедеятельности бактерий.

Химические методы стерилизации. Используют различные химические вещества, обладающие бактерицидным свойством, но в лабораторной практике применяют ограниченна.

Демонстрация Аппаратура (автоклав, сушильный шкаф, фильтрационная установка), используемая для стерилизации.

7) Как стерилизовать стеклянную посуду?

Сухим теплом стерилизуют лабораторную стеклянную посуду (колбы, пипетки, пробирки, чашки Петри и пр.) при +160-200 °С. Чем ниже температура, тем дольше длится стерилизация: от 2 часов при +160 °С до 15 минут при +200 °С.

8) Простые питательные среды.

К простым относят мясопептонный бульон (МПБ), мясопептонный агар (МПА), бульон и агар Хоттингера, питательный желатин и пептонную воду.

9) Питательные среды, содержащие углеводы.

Среды, содержащие углеводы или многоатомные спирты. Ферментативное расщепле­ние субстратов приводит к сдвигу рН и изменению окраски среды, а иногда и образованию газа. Наиболее распространены цветные среды с различными углеводами (например, с бром-тимоловым синим, индикатором ВР), лакмусовое молоко (среда Минкевича) и среды Хисса. Из углеводов наиболее часто используют моносахариды(ксилозу, арабинозу, глюкозу, фруктозу, маннозу, галактозу), дисахариды(лактозу, мальтозу, сахарозу), полисахари­ды(крахмал, гликоген, инулин, декстрин), спирты(дульцит, маннит, сорбит, глицерин) и гликозиды(адонит, инозит, салицин, амигдалин).

Среды с углеводами. К питательному агару или бульону добавляют 0,5-1% глюкозы или другого углевода. Стерилизацию производят текучим паром или паром под давлением 0,5 атм.

10) Стерилизация дробными методами проводится при таких температурах, при которых споровые формы не гибнут.

(дробная стерилизация) производится в аппарате Коха или автоклаве при незавинченной крышке и открытом выпу­скном кране. Аппарат Коха представляет собой металлический полый ци­линдр с двойным дном. Пространство между верхней и нижней пластинкой дна заполняют на 2/3 водой (для спуска оставшейся после стерилизации воды имеется кран).

 Крышка аппарата конической формы имеет в центре отвер­стие для термометра и несколько небольших отверстий для выпуска пара. Стерилизации текучим паром подвергаются, в основном, питательные среды, свойства которых изменяются при температуре выше 100° (питательные сре­ды с аммиачными солями, молоко, желатин, картофель, некоторые углево­ды). Стерилизацию проводят по 15-30 мин в течение трех дней подряд. При первой стерилизации погибают вегетативные формы микробов, некоторые споры при этом сохраняются и прорастают в вегетативные особи в процессе хранения питательных сред при комнатной температуре, погибая при после­дующих прогреваниях.

Стерилизация текучим паром проводится в аппарате Коха или в автоклаве при не завинченной крышке и открытом выпускном кране. На дно аппарата Коха наливают воду и нагревают до 100°С. Образующийся пар движется вверх через заложенный материал и стерилизует его. Так как однократное действие паров воды не убивает споры, применяют дробную стерилизацию — 3 дня подряд по 30 мин. Споры, не погибшие при первом прогревании, прорастают до следующего дня в вегетативные формы и погибают при втором и третьем прогревания.

Тиндализация (дробная пастеризация). При тиндализации объект нагревают при температуре 60—65° по 1 ч ежедневно в течение 5 дней или при 70—80° в течение 3 дней. Это надежный и бережный способ стерилизации термолабиль­ных лекарственных веществ. Однако вследствие длительности он мало пригоден для аптек и в последних почти не исполь­зуется.

Пастеризация - частичная стерилизация многих пищевых продуктов (вино, пиво, соки), проводится при 65-80 °С в течение 10-60 мин (споры мик­роорганизмов не уничтожаются).

11) Как же достигается стерильность при этих методах?

Дробная (многоразовая) стерилизация (тиндализация) текучим паром в автоклаве при 100°С или нагревание в водяной бане при 60-80°С применяют при стерилизации сывороток и углеводов, некоторых лекарственных препаратов.

При дробной стерилиза­ции объект (обычно водный раствор) нагревают текучим па­ром при 100° в течение 30 мин, затем раствор выдерживают при комнатной температуре в течение 24 ч, после чего снова стерилизуют в тех же условиях (30 мин при 100°). Описанный цикл повторяют 3—5 раз. При первом нагревании погибают вегетативные формы микроорганизмов, при последующих — вновь появившиеся вегетативные формы. Вследствие длитель­ности этот способ в аптеках применяется редко.

12) Перечислите методы, применяемые для контроля процесса стерилизации.

Для контроля стерилизационного процесса используют физический, химический и биологический методы контроля:

3.2.1. Физический метод.

- Предусматривает контроль параметров работы стерилизационного оборудования (таймерами, датчиками температуры, давления и относительной влажности и др.).

- Проводится оператором, обслуживающим стерилизационное оборудование.

- Должен проводиться ежедневно при проведении каждого цикла стерилизации.

- Позволяет оперативно выявить и устранить отклонения в работе стерилизационного оборудования.

Недостаток. Оценивает действие параметров внутри камеры аппарата, а не внутри стерилизуемых упаковок и поэтому должен использоваться в комплексе с другими методами контроля.

3.2.2. Химический метод.

- Необходим для оперативного контроля одного или нескольких действующих параметров стерилизационного цикла.

- Должен проводиться ежедневно при проведении каждого цикла стерилизации.

- Проводится с использованием химических индикаторов (см. Классификацию химических индикаторов).

- Принцип действия химических индикаторов основан на изменении агрегатного состояния индикаторного вещества или (и) цвета индикаторной краски при действии определенных параметров стерилизации, строго специфичных для каждого типа индикаторов, в зависимости от метода и режима стерилизации.

3.2.3. Биологический метод.

- Основан на гибели споровых форм тест-культур, специфичных для каждого из используемых методов стерилизации (Bas. subtilis, Bac. stearothermophilus).

- Предназначен для оценки состояния стерильности изделий и материалов.

- Биологический метод подтверждает эффективность выбранного режима стерилизации.

Биологические индикаторы могут быть изготовлены в лабораторных условиях. К применению допускаются также индикаторы импортного производства в соответствии с инструкциями по их применению, утвержденными Министерством здравоохранения Республики Беларусь.

Контроль качества стерилизации является одним из наиболее важных мероприятий. Физический метод контроля работы стерилизаторов заключается в измерении таких параметров, как температура, давление и время стерилизации. Любое отклонение от стандартных режимов стерилизации является сигналом для оператора о вероятном сбое аппаратуры. Химический метод контроля заключается в регистрации изменения цвета или физических свойств индикаторов, использующихся для контроля времени экспозиции и условий стерилизации. Наиболее важным методом контроля качества стерилизации является биологический метод. Центры по контролю и профилактике заболеваний рекомендуют проводить контроль работы паровых стерилизаторов в стационарах как минимум 1 раз в неделю. В качестве биологических индикаторов в воздушных стерилизаторах используются споры Bacillus stearothermophilus, в газовых стерилизаторах - споры Bacillus subtilus (биовары niger или globigii). Споровый биологический контроль необходимо проводить при каждой загрузке стерилизатора «критическими» предметами. Критические инструменты и сосудистые катетеры не должны использоваться до получения отрицательного результата спорового теста. В идеале зона хранения стерильных предметов должна находиться рядом со стерилизационной, при этом стерильные изделия должны быть защищены от пыли, влаги, насекомых, паразитов, перепадов температуры и влажности. Стерильные изделия должны быть разложены таким образом, чтобы защитить упаковку от повреждений, изломов, сдавления и проколов. «Сроком годности» называется время, в течение которого изделия сохраняют стерильность. По различным данным, срок годности измеряется от 2 дней до неопределенного времени, однако в большинстве исследований не учитывался тип упаковочного материала и условия хранения. Потеря стерильности зависит от условий хранения и практически не зависит от времени. Для транспортировки стерильных инструментов в операционную и другие отделения стационара необходимо обеспечить дополнительное покрытие, защищающее от пыли, которое можно легко удалить перед входом в чистую зону.

13) Фильтрование: в каких случаях применяется, что представляют собой фильтры, условия фильтрования; от каких микроорганизмов не освобождается профильтрованная жидкость?

В микробиологии Ф. применяют для освобождения бактериальной суспензии от крупных частиц; стерилизации жидкостей; очистки химических веществ (напр., антибиотиков) от бактериальных клеток; концентрации бактерий; подсчета числа микробов, напр. при определении колииндекса воды; установления размеров вирусных частиц. Для освобождения бактериальной или вирусной суспензий от грубых частиц используют фильтры из фильтровальной бумаги, плотного полотна или др. материала с большим диаметром пор. Для стерилизации жидкостей и освобождения от бактерий при получении продуктов микробного синтеза применяют керамические (Ш. Шамберлана, В. Беркефельда), асбестовые (Ш. Зейтца), стеклянные и мембранные фильтры определенных размеров. Для ускорения процесса Ф. обычно создают повышенное давление в емкости с фильтруемой жидкостью или пониженное давление в емкости с фильтратом. В процессе Ф. происходит адсорбция частиц и веществ на фильтрах, что ведет к их засорению;

Механическая стерилизация (фильтрование). Данный метод основан на механической задержке микроорганизмов и их спор мелкопористыми фильтрами с определенным диаметром пор. В лабораторной практике широко применяется фильтрация материала через асбестовые и мембранные фильтры с разным диаметром пор. Эти фильтры помещают в разъемную часть цилиндрической воронки Зейтца, обе части которой скрепляются барашкообразными болтами. Трубчатый конец воронки через резиновую пробку вставляют в колбу Бунзена. Перед фильтрацией вся смонтированная система с асбестовым фильтром стерилизуется в автоклаве. Мембранные фильтры стерилизуют отдельно кипячением, а потом вставляют в стерильную воронку Зейтца. Фильтрация проводится с помощью вакуум-насоса, к которому присоединяют колбу Бунзена.

Асбестовые фильтры выпускаются диаметром 35 и 140 мм; различают фильтрующую марку (ф) и стерилизующую (сф). Мембранные фильтры представляют собой пластинки толщиной около 0,1-0,5 мм и диаметром 35 мм из нитроклетчатки или ацетилцеллюлозы. В зависимости от размеров пор эти фильтры имеют номера 1-5 (размеры пор соответственно равны 350-1200 нм). Оба типа фильтров рассчитаны на однократное применение. Фильтрование используют для стерилизации жидких материалов, не выдерживающих нагревания (сыворотка крови, антибиотики), для получения бактериальных токсинов, фагов и разных продуктов жизнедеятельности бактерий.

14) Как простерилизовать питательную среду, содержащую белки?

Среды, содержащие белки,дающие характерные изменения под действием бактериальных ферментов (кровь, желатина, молоко и др.), применяют для определения гемолитических или протеолитических свойств. Наиболее распространены мясопептонная желатина (МПЖ), свер­нувшаяся лошадиная сыворотка, молоко и кровяной агар (КА).

Стерилизация паром под давлением в автоклаве. Один из наиболее эффективных методов стерилизации, который широко применяется не только в микробиологической практике, но и в клинической медицине. Работа с автоклавом требует точного выполнения специальной инструкции и соблюдения правил безопасности. Многие питательные среды, перевязочный материал, белье стерилизуют при давлении 1 атм в течение 15- 20 мин, питательные среды с углеводами-при 0,5 атм в течение 15 мин, а обеззараживание инфицированного материала производят при 1,5-2 атм в течение 20-25 мин. Максимальную температуру пара измеряет максимальным термометром, который помещают в автоклав вместе со стерилизуемым материалом. В некоторых случаях используют химические вещества с определенной температурой плавления: бензонафтол (110°), бензойную кислоту (120°С).

15) Пастеризация: режим, для чего применяется, хранение пастеризованных продуктов.

Пастеризация - способ обезвреживания молока, пива, соков и др. органических жидкостей нагреванием до температуры ниже 100°С последующим быстрым охлаждением до +4 - + 6°С. Различают низкую, или продолжительную (температура - 60 -70°С, экспозиция - 20 - 30 мин), высокую, или кратковременную (71 -72°С, экспозиция - 5 - 60 с), мгновенную (90°С). При пастеризации гибнет большинство вегетативных форм патогенных и др. микробов. Живыми остаются споры, часть энтерококков и молочнокислых бактерий. Нахождение пастеризованного продукта на холоде препятствует размножению оставшихся живыми микробов. Поэтому пастеризация обезвреживает продукты, препятствует их микробной деградации и в то же время не изменяет вкусовых качеств продукта, хотя некоторые физ.-хим. св-ва меняются (напр., вязкость). Основными показателями доброкачественности пастеризации служат полное уничтожение микобактерий (наиболее термоустойчивых бесспороносных форм) и потеря активности фосфатазы (в молоке). Для полного уничтожения микробов в жидких органических средах применяют тиндализацию (см.), стерилизацию (прогревание жидкостей при 120°С в течение 5 - 7 мин) и ультрапастеризацию (обработка жидкостей перегретым паром или при 150°С в течение 0,75 с). Проводят в специальных аппаратах - пастеризаторах.

Пастеризация. Данный метод основан на антибактериальном действии температуры в отношении вегетативных клеток, но не бактериальных спор. Нагревание материала производится при температуре 50-65°С в течение 15-30 мин или 70-80°С в течение 5-10 мин с последующим быстрым охлаждением. Обычно пастеризуют напитки и пищевые продукты (вино, пиво, соки, молоко и др.).

16) Стерильны ли пастеризованные продукты? – да.

17) Принципиальная схема устройства термостатов и их применение в микробиологической практике.

Термостат. Аппарат, в котором поддерживается постоянная температура. Оптимальная температура для размножения многих микроорганизмов 37°С. Термостаты бывают суховоздушными и водяными (рис. 1). Используются для культивирования микроорганизмов.

Термостат аппарат, постоянно поддерживающий заданную температуру. В микробиологии используют для культивирования микроорганизмов, к-р клеток, КЭ, протекания иммунол. или биохим. реакций. Состоит из нагревателя, термостатирующей камеры разной величины, вертикально разделенной на секции перфорированными полками, двойных стенок камеры, между к-рыми размещается воздух или дистил. вода. Наружная стенка сделана из теплоизоляционного материала или содержит его. Дверцы также двойные, плотно закрывающиеся. Температура регулируется терморегуляторами различного типа. В водяных Т. следует постоянно контролировать уровень воды.