Методические указания по диагностике, лечению и профилактике маститов. Методические указания по диагностике, лечению и профилактике мас. Методические указания
 Скачать 257.5 Kb.
|
|
САНИТАРНАЯ ОБРАБОТКА ДОИЛЬНЫХ АППАРАТОВ И МОЛОЧНОЙ ПОСУДЫ 21. Для санитарной обработки доильных установок с молокопроводом, переносных аппаратов и молочной посуды рекомендуются следующие режимы. РЕЖИМ I. После каждого доения ополаскивают теплой водой от остатков молока, затем моют горячим 1%-ным раствором гипохлорита натрия и вновь ополаскивают теплой водой. РЕЖИМ II. После каждого доения ополаскивают теплой водой, моют 0,5%-ным раствором моющего порошка А, Б или В и раз в день дезинфицируют 0,1%-ным раствором гипохлорита натрия или кальция или хлорной водой. После дезинфекции ополаскивают теплой водой. РЕЖИМ III. После каждого доения ополаскивают теплой водой, обрабатывают 0,5%-ным раствором дезмола и ополаскивают теплой водой. РЕЖИМ IV. Ополаскивают теплой водой, обрабатывают горячим 0,5%-ным раствором порошка А, Б, В или кальцинированной соды. Раз в сутки дезинфицируют паром в течение 3 минут. РЕЖИМ V. Для санитарной обработки доильного оборудования с применением циркуляционного моющего стенда применяют 0,25%-ные растворы моющих и 0,1%-ные растворы дезинфицирующих средств в указанной выше последовательности. В каждом хозяйстве, исходя из конкретных условий, специалист может выбрать наиболее приемлемый режим санитарной обработки доильного оборудования, которые рекомендуются настоящими правилами. Показателем эффективности проводимых на фермах санитарных мероприятий являются также результаты исследования молока на механическую и бактериальную загрязненность, которые проводят ежедекадно лаборатории молокозаводов. ПРОФИЛАКТИКА МАСТИТОВ В СУХОСТОЙНЫЙ ПЕРИОД 22. Запускают коров за l'/г—2 месяца до предполагаемого отела. При этом ограничивают дачу сочных кормов и концентратов до 50% рациона. С трехкратного доения переходят на двукратное, затем на однократное, после чего доят через день и прекращают доить. У коров, которые трудно запускаются, в отдельных случаях исключают из рациона полностью сочные и концентрированные корма и ограничивают водопой. Заболевание коров маститами с субклиническим течением отмечается довольно часто в запускной и сухостойный периоды. При отсутствии контроля за состоянием вымени в этот период маститы остаются незамеченными и обнаруживаются после отела. Во многих случаях послеродовые маститы бывают следствием инфицирования вымени во время сухостоя. Поэтому в течение сухостойного периода рекомендуется один раз в две недели проводить клиническое обследование вымени с пробным сдаиванием секрета. С целью профилактики массовых послеродовых маститов коровам, больным субклиническим маститом, можно внутривыменно вводить антибиотики длительного действия (бициллин-3) в дозе 300 тыс. ЕД в каждую четверть вымени или препараты мастикур, мастицид, согласно действующим наставлениям. При этом антибиотики вводят после исследования коров на мастит путем пробного сдаивания, пробы с димастином и отстаиванием. Антибиотикотерапия субклинических маститов в сухостойный период снижает на 50% число клинически выраженных послеродовых маститов у коров.
ПРИЛОЖЕНИЕ 2 ЛАБОРАТОРНЫЕ МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 1. ОПРЕДЕЛЕНИЕ КОЛИЧЕСТВА КЛЕТОК В МОЛОКЕ а) Метод Прескотта и Брида Чистое предметное стекло кладут на лист бумаги, расчерченный на квадраты со стороной 1 см. Пробу молока (секрета) тщательно смешивают, затем микропипеткой наносят на каждый квадрат предметного стекла 0,005 мл молока (секрета) и тщательно распределяют на площади квадрата. Мазок высушивают на воздухе, фиксируют метиловым спиртом или спирт-эфиром (лучше изобутиловым спиртом) в ванночке при вертикальном положении мазка, окрашивают 15—20 минут по Романовскому—Гимза (на 1 мл дистиллированной воды 1—2 капли краски). Вместо краски Романовского—Гимза можно окрашивать мамки по Ныомансу раствором следующего состава: спирт абсолютный — 50 мл, хлороформ —• 50 мл, ледяная уксусная кислота —20 м-л, фуксии основной— 0,1 г, метиленовая синь— 1,0 г. Краски растворяют в смеси спирта и хлороформа, нагретой до 50°. После охлаждения до комнатной температуры в раствор добавляют ледяную уксусную кислоту и выдерживают в течение 18 часов, а затем используют для окрашивания. После окрашивания препарат сушат и промывают трехкратно теплой водой (37— 40°). Мазок тщательно высушивают и просматривают под микроскопом. В каждом мазке рассматривают по 100 полей зрения. Подсчитанное число клеток умножают на коэффициент для пересчета с учетом объектива и окуляра (для советского микроскопа МБ-1 при объективе 90 и окуляре 7 этот коэффициент равен 6260, при окуляре 10—10 200, при окуляре 15—33 200). б) Камерный метод Подсчету клеток в камере препятствуют жировые шарики, которые необходимо предварительно растворить синтанолом ДС-10. К 100 мл 0,9%-ного раствора хлористого натрия добавляют 1% формальдегида, 12,5% этилового спирта и 1% синтанола ДС-10 и нагревают при 60° в течение 20 минут. После растворения добавляют 1 % насыщенного спиртового раствора основного фуксина и фильтруют через бумажный фильтр. В связи с тем, что при длительном хранении краситель из раствора выпадает, его добавляют к солюбилизирующему раствору непосредственно перед применением. Раствор солюбилизатора в герметическом сосуде сохраняется длительное время. Для подсчета клеток в пробирки, содержащие 10 мл солюбилизирующего раствора с красителем, добавляют 0,1 мл молока, тщательно перемешивают и прогревают 30 минут на водяной бане при 80°. После перемешивания каплю жидкости вносят под покровное стекло счетной камеры Фукса—Розенталя (при отсутствии последней можно использовать камеру Горяева, Тома, Предтеченского, Бюркера и т. д.). Подсчет клеток ведут под микроскопом при объективе 10Х—20X. В поле зрения на прозрачном фоне видны четко прокрашенные клетки, легко поддающиеся подсчету. 2. ОПРЕДЕЛЕНИЕ КАТАЛАЗЫ С ПОМОЩЬЮ ВСПЛЫВАНИЯ ДИСКА Из хроматографической бумаги марки Ф-1 готовят диски диаметром 12 мм. Делают 3%-ный раствор перекиси водорода на М/15-фосфатном буфере рН 7,2 (готовится в день проведения пробы). Анатомическим пинцетом захватывают бумажный диск и погружают его в тщательно смешанную пробу молока. Для удаления излишков молока диск поворачивают в вертикальное положение и, притрагиваясь к стенкам пробирки, как бы вытирают его. После этого диск погружают в раствор перекиси водорода, которого наливают 5 мл в пробирку размером 60X16 мм. Время, прошедшее от момента погружения диска в раствор до всплытия его на поверхность, отмечают по секундомеру. При малом содержании клеток в молоке (до 100 тыс./мл) время всплытия диска равно 1—5 минутам, иногда больше. При увеличении содержания лейкоцитов в молоке свыше 200 тыс./мл диск всплывает за 30-—35 секунд. При заболевании маститом диск всплывает за 3—7 сек или моментально. Данный метод определения каталазы можно использовать при проведении массовых исследований проб молока от коров непосредственно в хозяйствах. 3. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЛИЗОЦИМА МОЛОКА Из каждой четверти вымени в конце доения в стерильные пробирки надаивают по 5—10 мл молока. На подсушенный МПА рН 7,2 в чашках Петри (по одной на каждую корову) высевают суточную бульонную культуру золотистого стафилококка штамма ВМ. Для этого культуру разводят физиологическим раствором 1 : 10 000, по 0,3—0,4 мл равномерно распределяют на агаре в чашках и оставляют на 30—40 минут на горизонтальной поверхности. В агаре каждой чашки делают 4 луночки диаметром 10 мл (пробочником № 5). В каждую луночку вносят стерильной пипеткой по 0,1 мл (2 капли) молока. Чашки выдерживают при комнатной температуре (18—22°) 18 часов, а затем помещают в термостат на 5—6 часов. Если молоко содержит лизоцим М, то вокруг луночки наблюдается задержка роста стафилококков в виде кольца. По диаметру кольца задержки роста микроба определяют титр лизоцима в молоке. Задержка роста меньше 16 мм — молоко от коровы, больной маститом, 17—24 мм — сомнительное, более 25 мм — от здоровой коровы. БАКТЕРИОЛОГИЧЕСКОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ Для выявления и дифференциации основных возбудителей маститов необходимо проводить бактериологическое исследование секрета вымени. Молоко (секрет) для бактериологического исследования отбирают непосредственно после доения в стерильные флаконы или пробирки с ватными пробками с соблюдением правил асептики. Для этого перед взятием молока (секрета) подмывают вымя и вытирают чистым полотенцем. Соски коровы и руки доярки протирают ватным тампоном, смоченным 70%-ным денатурированным спиртом. Нельзя допускать, чтобы сосок касался края посуды. Пробы отправляют в ветеринарную лабораторию, где их исследуют на:
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧУВСТВИТЕЛЬНОСТИ'МИКРОФЛОРЫ МОЛОКА К АНТИБИОТИКАМ Исследуемое молоко с соблюдением стерильных условий разливают по 2 мл в стерильные пробирки. Пробирок должно быть на две больше, чем дисков с антибиотиками. В одной из пробирок определяют реакцию (рН) молока и добавляют в него 0,1 мл бромтимолблау (раствор бромтимолблау готовят так же, как и для диагностики маститов). В зависимости от рН молока смесь окрашивается от желтого (кислое молоко), салатного, зеленого до синего (щелочное молоко) цвета. Записав результат (цвет смеси), данную пробу исключают из опыта* В оставшиеся пробирки (кроме одной) добавляют по одному диску того или иного антибиотика. Все пробирки с молоком выдерживают при 37° в течение 18— 20 часов в термостате или автоматически регулируемой водяной бане, после чего во всех пробирках проверяют кислотность молока раствором бромтимолблау. Если кислотность молока в пробирке без антибиотиков до опыта и после выдерживания в течение 18—20 часов в термостате одинакова, патогенных бактерий в молоке нет. При наличии микрофлоры кислотность молока в пробирке без антибиотиков после выдерживания в термостате увеличивается. В этом случае проверяется кислотность молока в пробирках с антибиотиками. Если кислотность молока с тем или иным антибиотиком (после выдерживания в термостате) не выше первоначальной (до выдерживания в термостате), значит, бактерии, находящиеся в молоке, высокочувствительны к данному антибиотику. Наоборот, если кислотность молока в пробирках с антибиотиками после выдержива- ния в термостате увеличивается, из этого следует, что находящиеся в молоке бактерии устойчивы к данному антибиотику, причем чем выше кислотность молока, тем устойчивее микроорганизмы. ИССЛЕДОВАНИЕ МОЛОКА (СЕКРЕТА) НА НАЛИЧИЕ ПАТОГЕННЫХ СТАФИЛОКОКОВ И АГАЛАКТИЙНЫХ СТРЕПТОКОККОВ Доставленные в лабораторию пробы молока (секрета) после смешивания высевают по 0,1 мл на мясопептонный агар, содержащий 5%; отмытых эритроцитов барана (коровы), или на элективные среды: мясопептонный агар, содержащий 7,5% поваренной соли и 5% отмытых эритроцитов барана (коровы) для выделения стафилококков и среду В. М. Карташовой для индикации стрептококков. При отсутствии элективных сред можно использовать только 5%-ный кровяной МПА. Для получения изолированных колоний 1—2 капли секрета наносят на край пластинки питательной среды в чашке Петри и растирают ее по всей пластинке шпателем (согнутая над пламенем пастеровская пипетка). Засеянные чашки (крышкой вниз) выдерживают при температуре 37° в течение 24 часов. Если на чашках получена однородная по морфологии популяция, для дальнейшего исследования достаточно брать по одной колонии с чашки. Если колонии на чашке различны по форме, размерам, окраске, типу гемолиза, следует брать по одной колонии каждого образца. Отобранные колонии отсевают и подвергают дальнейшему исследованию. Исследование на наличие стафилококков Большие и средние колонии белого, кремового и лимонно-желтого цвета, образующие хорошо выраженную зону гемолиза эритроцитов на кровяном агаре или на кровяно-солевом агаре, отсевают в пробирки, содержащие 3 мл мясопептонного бульона (лучше предварительно подогретый в термостате) и выращивают при температуре 37° в течение 3—3'/2 часов до помутнения. Выросшие молодые бульонные культуры микроскопируют, окрашивая по Граму. При обнаружении стафилококков определяют их патогенные свойства реакцией плазмокоагуляции, лизоцимную, дезоксирибонуклеазную (ДНК-азной) активность и отношение к манниту, из которых реакции плазмокоагуляции и гемолиза строго обязательны. Пропись кровяно-солевого агара Готовый (стерилизованный в автоклаве) МПА, содержащий 7,5 % хлористого натрия, растапливают и охлаждают до 45°. Прибавляют 5% отмытых эритроцитов барана или крупного рогатого скота, перемешивают, избегая образования пены, и разливают в чашки Петри. Среду можно хранить в холодильнике в течение нескольких дней. Реакция плазмокоагуляции Кровь, взятую из сердца кролика, выливают в пробирку со стерильным раствором лимоннокислого натрия и центрифугируют. Полученную плазму разводят стерильным физиологическим раствором в соотношении 1 : 4 и разливают в агглютинационные пробирки по 0,5 мл. 12—18-часовую бульонную культуру испытуемого стафилококка вносят по 2 капли в пробирки с разведенной плазмой. Для контроля в одну пробирку с плазмой не вносят культуры, а в другую засевают заведомо илазмокоагулирующий стафилококк. Пробирки помещают в термостат при 37° и через каждый час в течение 3 часов учитывают результаты. При положительной реакции образовавшийся сгусток не ныпадает из пробирки даже при переворачивании или плавает в плазме. Указанный метод определения патогенпостн стафилококков основной. При необходимости можно пользоваться и другими тестами. Определение л и з о ц и м н о й а к т и в и о с т v стафилококков В качестве тест-культуры используют взвесь живой или убитой 15-минутным кипячением культуры Micrococcus lysodeicticus. Преимущество использования убитой культуры в том, что в этом случае можно пользоваться стандартным препаратом (взвесь убитых микробов можно хранить в холодильнике в течение месяца и более). В пробирки с 15 мл растопленного и охлажденного до 50J 0,7%-ного агара, приготовленного на переваре Хотингера, вносят взвесь убитой культуры микрококка из расчета 1 млрд. микробных клеток на 1 мл среды (по оптическому стандарту). При использовании живой культуры на 1 мл среды добавляют 100 млн. микробных тел. Содержимое пробирок выливают в чашки Петри и на поверхность застывшего и подсушенного агара бляшками (размазанная петлей капля) наносят 3—4-часовые бульонные культуры испытуемых штаммов стафилококков. На одной чашке можно испытать 7—8 штаммов. После инкубации посевов в течение суток при 37° вокруг бляшек с ростом культур, продуцирующих лизоцим, появляются зоны лизиса, которые значительно увеличиваются после дополнительного пребывания посевов при комнатной температуре в течение 48 часов. Определение дезоксирибонуклеазной (ДНК-азной) активности стафилококков К 150 мл расплавленного стерильного готового 2%-ного МПА (рН 8,6) добавляют 300 мг дезоксирибонуклеиновой кислоты (ДНК), то есть 2 мг/мл, предварительно растворенной в 15 мл подщелоченной 3 каплями 10%-ного раствора едкого натрия дистил- лированной воды. После перемешивания среду прогревают в течение ]/2часа в кипящей бане. К немного остывшей среде добавляют 1,2 мл 10%-ного стерильного хлористого кальция, разливают в чашки, подсушивают и засевают бульонными культурами (штрихами). После 18-часовой инкубации при 37° поверхность чашки заливают 7 мл IN HC1, выдерживают 15 минут, сливают кислоту и учитывают результаты. Появление зон просветления (деполимеризация ДНК) вокруг культур указывает на положительную ДНК-азную реакцию. Определение отношения к манниту 3—4 капли испытуемой бульонной культуры стафилококка засевают на пробирку среды с 0,5% маннита. В качестве такой среды можно использовать полужидкий агар с индикатором ВР (готовые, сухие среды) или жидкую среду с индикатором Андредэ. Изменение цвета индикатора после 24-часового инкубирования в термостате указывает на ферментацию маннита. |