Морфология птиц. Курс лекций для студентов 2го курса по специальности ветеринарная медицина и ветеринарная санитария

• Название: Курс лекций для студентов 2го курса по специальности ветеринарная медицина и ветеринарная санитария
• Анкор: Морфология птиц.doc
• Дата: 27.05.2017
• Размер: 1 Mb.
• Имя файла: Морфология птиц.doc
• Тип: Курс лекций; #8177
• Категория: Медицина
• страница: 2 из 15

Анатомия (греч. ana – поровну, tomeo – режу, отсюда anatemno – рассекаю) птиц – наука, изучающая форму и строение организма птицы (и составляющих его органов и систем). На современном этапе анатомия является наукой о закономерностях строения и развития птиц с учетом их видовых, породных, конституционных, половых и возрастных особенностей в связи с функцией и окружающей организм средой.

Анатомию принято изучать в трех основных аспектах становления организма птицы: а) в его вполне сложившемся, взрослом состоянии – нормальная анатомия; б) в процессе индивидуального развития, т.е. в онтогенезе (ontos – особь, существо, genesis – возникновение, происхождение, развитие), когда изучаются особенности строения и развития организма от момента зачатия (оплодотворения) до вылупления, что составляет предмет изучения науки эмбриологии, и от вылупления до смерти, т.е. в постнатальном (post – после, natus – рождение) периоде, что входит в задачу возрастной анатомии; в) в процессе исторического развития, т.е. в их филогенезе (phylon – племя, род), когда предметом изучения являются особенности строения от низших форм к высшим.

С учетом практических задач анатомия подразделяется на описательную, или системную, теоретическую, функциональную, сравнительную, пластическую, топографическую и патологическую.

Областью анатомии, изучающей органы в их естественной морфологической и функциональной связи в виде систем органов, является описательная, или системная анатомия.

Изложение системной анатомии может быть с учетом определенного вида птицы (куры, гуси, цесарки, голуби, страусы и др.) – видовая анатомия, пола – половая анатомия, их возраста – возрастная анатомия, породы – породная анатомия (мясная или яйценосная птица), типа телосложения - конституционная, или типовая анатомия.

Когда при описании анатомических особенностей даются общие сведения о принципах строения и закономерностях развития отдельных систем и органов в процессе фило- и онтогенеза, то имеем дело с теоретической анатомией, или общей анатомией.

Для спортивных целей (бойцовые птицы), а также для обоснования особенностей строения отдельных органов и систем в зависимости от функции большое значение имеют знания динамической, или функциональной анатомии, которая изучает потенциальные возможности организма и рассматривает коррелятивные взаимоотношения между отдельными органами и системами организма при выполнений различных упражнений.

Различия в форме, строении и расположении одноименных органов и систем у разных пород, видов, семейств, классов животных изучает сравнительная анатомия.

Для художников и скульпторов необходимы знания пластической анатомии, дающие о внешних формах тела, соотношениях и пропорциях его частей как при статике, так и в динамике.

Исследованием внешней формы тела, соотношением и пропорцией его частей в статике и динамике занимается в основном пластическая анатомия.

Ветеринарные врачи должны хорошо знать топографическую анатомию, которая описывает расположение и пространственные взаимоотношения органов в различных участках, частях и областях тела – синтопия (syn – вместе, topos - место), их проекции на звенья или отделы скелета, т.е. скелетотопия органов, с указанием наиболее рациональных доступов к конкретным органам, сосудам или нервам.

Все перечисленные направления в анатомии отражают особенности строения организма птицы в условиях нормы (нормальная анатомия). Если эти особенности касаются больного организма, то они становятся предметом изучения патологической анатомии (patos - болезнь).

Морфология для многих дисциплин, связанных с клинической практикой (анатомия и физиология птиц, патологическая физиология, патологическая анатомия, паразитология, хирургия и другие), с которыми студенты знакомятся несколько позже. Знания по морфологии птиц будут использованы дипломированными ветеринарными специалистами, работающими непосредственно на птицефермах.

Ветеринарная специальность (лат. veterinarius – лечение животных), объединяя многие науки, дает возможность заниматься лечением. Прежде чем помочь больной птице необходимо поставить правильно диагноз. Не зная строения птицы, месторасположения того или иного органа, его функции невозможно решить эту задачу. Поэтому будущий специалист в первую очередь должен знать особенности строения организма птицы в норме. Знание морфологии птиц способствует ветеринарному специалисту увидеть произошедшие изменения в организме птицы и помочь ей.

В системе высшего сельскохозяйственного образования морфология является фундаментальной дисциплиной при подготовке ветеринарных специалистов, призванных решать все задачи по обслуживанию животных, повышению их продуктивности, предупреждению заболеваний, проведению диагностических и профилактических мероприятий.

Развитие разделов морфологии птиц связано с объектом изучения и правильно используемыми методами исследования. К основным объектам исследования относятся: разные виды птиц, их клетки, ткани, органы и системы органов. Методы исследования зависят от цели изучения разделов морфологии. Различные структуры животного организма (клетки, ткани, органы и системы органов) со стороны их строений и выполняемых функции характеризуются биоморфологическими особенностями.

Объекты гистологического исследования. Сбор материала является первым этапом в приготовлении гистологических препаратов, и от того, насколько правильно выполнена эта процедура, зависит успех всей работы. Объектами исследования могут служить живые или мертвые (фиксированные) клетки, ткани органов или их изображения на экране дисплея. Существует несколько путей получения материала: 1) от животных, умерщвленных специально для этих целей; 2) от животных в результате прижизненного оперативного иссечения кусочков тканей из органов живого организма (биопсия); 3) взятие материала от трупа. Первые два способа наиболее полно отражают прижизненное состояние микроструктуры, поскольку в органах и тканях трупного материала очень скоро начинают развиваться посмертные изменения.

Главными требованиями при взятии материала являются: максимальное сокращение сроков взятия, минимальное травмирование, создание оптимальных условий для фиксации.

Хороший гистологический препарат должен отвечать следующим основным требованиям: 1) исследуемая ткань должна в максимальной степени сохранять свое прижизненное строение; 2) срез должен быть достаточно тонким и прозрачным (для того чтобы через него свободно проникали лучи проходящего света); 3) изучаемые микроструктуры должны отчетливо выделяться на общем фоне препарата.

Именно на обеспечение этих требований и направлены все усилия в процессе приготовления микроскопического препарата.

Методы гистологического исследования. Для исследования органов, тканей и клеток птицы в настоящее время известно много гистологических методов: исследование мертвых (фиксированных) клеток и тканей; качественного и количественного анализа гистологических структур с помощью гистохимических методов (цитоспектрофотометрия, метод дифференциального центрифугирования, автографии); исследования живых клеток и тканей (фазовоконтрастная микроскопия); культивирование и трансплантация клеток и тканей и другие.

Остановимся на методе изготовления гистологических препаратов для микроскопического исследования объекта.

Гистологический препарат (постоянный) является основным объектом исследования для морфолога и представляет собой срез тканей (от 5-60 мкм), заключенный между предметным стеклом (толщиной 2-3мм) и покровным (0,18-0,2мм). Материалом для исследования служат кусочки органов, мазки крови или слизи, отпечатки органов или оболочек мозга, стенка мочевого пузыря, брыжейки и т.п.

Процесс приготовления гистологических препаратов состоит из следующих этапов: взятие и фиксирование материала; его уплотнение; приготовление срезов на микротоме; их окрашивание (контрастирование); заключение срезов в бальзам или синтетические смолы.
Приготовление гистологического препарата.

Гистологический анализ включает в себя следующие главные этапы: выбор объекта исследования, подготовку его для изучения под микроскопом (приготовление гистологических препаратов), микроскопирование препаратов (одним или несколькими методами), качественный и количественный анализ микроскопической картины.

Первое из условий приготовления гистологических препаратов обеспечивается своевременным взятием и надлежащей фиксацией исследуемого материала, второе – качественным приготовлением и обработкой срезов, третье – соответствующей окраской изучаемых микроструктур.

Благоприятные условия для фиксации создаются правильным выбором размера фиксируемого материала, ибо необходимо обеспечить равномерное и сравнительно быстрое проникновение фиксирующей жидкости во всю его толщину. Поэтому нужно вырезать кусочки толщиной не боле 5-10мм. Поперечный же и продольный размеры не имеют столь важного значения и определяются задачами исследования.

Взятие и фиксирование материала. Максимальные размеры кусочков составляют 1х1х0,5см; соотношение объема материала и фиксирующей жидкости должно быть не менее 1:9.

Вырезание кусочков для фиксации является одним из ответственных этапов в приготовлении качественных микропрепаратов. При выполнении этой операции необходимо знать основные особенности анатомо-гистологического строения органов, чтобы правильно выбрать место и направление разреза, а также величину вырезаемого кусочка. Так, если орган состоит из участков, различных по своему строению. Необходимо производить разрез таким образом, чтобы все они попали в кусочек, а при невозможности – брать кусочки отдельно из каждого участка.

Взятый из органа птицы образец ткани погружают в фиксатор – простой (70-96%-й спирт, 10-12%-й формалин, растворы уксусной кислоты, бихромата калия, осмиевой кислоты) или сложный (смеси простых фиксирующих жидкостей или солей тяжелых металлов в определенных пропорциях, обеспечивающие рН и молярность, близкие к таковым в организме). Действие фиксаторов проявляется в том, что в тканях и органах, в результате сложных биофизических процессов, происходит необратимая коагуляция белков, жизнедеятельность прекращается, то есть клеточные структуры становятся мертвыми. Они теперь находятся в том функциональном состоянии, в котором их застигла смерть, то есть фиксированными. Фиксация приводит к уплотнению и уменьшению объема образца.

Уплотнение образцов ткани. Цель этого этапа – достичь высокой плотности и пластичности материала для того, чтобы приготовить из него тонкие срезы. Применяют уплотняющие среды – парафин, целлоидин, желатин, органические смолы или замораживание. Пропитка парафином продолжается 1-4 часа, целлоидином – до 1-3 недель. Кусочек ткани предварительно обезвоживают (проводят через спирты возрастающей концентрации: 60⁰, 70⁰,80⁰, 90⁰, 96⁰, 100⁰); затем спирт вытесняют промежуточной средой, способный смешиваться со спиртом и одновременно растворять уплотняющее вещество. При использовании парафина промежуточной средой служат циклические углеводороды (бензол, ксилол) или хлороформ. Для того, чтобы избежать перепада температур (парафин плавится при 60⁰С) после вытеснения спирта ксилолом, образец погружают 2-3 часа в смеси парафина с ксилолом при температуре 38⁰С. Из уплотненного парафином образца вырезают блоки, из которых и готовят тонкие срезы, способные пропускать свет, что является необходимым условием для световой микроскопии.

Приготовление срезов. Наиболее тонкие срезы, толщиной от 5 до 7 мкм, удается изготовить из материала, залитого в парафин. Из образцов, уплотненных целлоидином, готовят срезы толщиной 10-30 мкм. Срезы получают на санных или ротационных микротомах; для экспресс-диагностики (срезы толщиной 40-60 мкм) – на замораживающем микротоме.

Окрашивание срезов. Срезы окрашивают, чтобы увеличить контрастность различных гистологических структур в препаратах, предназначенных для исследования в световом микроскопе. Разработаны разнообразные методы окраски. В процессе окрашивания происходят сложные химические и физические процессы, поэтому при выборе метода учитывают избирательное сродство клетки к определенным красителям с разными физико-химическими свойствами.

Все красители подразделяются на кислые, основные и специальные. Структуры срезов, хорошо окрашивающиеся кислыми красителями, называются оксифильными, основными красителями – базофильными; окрашивающиеся как теми, так и другими – нейтрофильными. Специальные красители селективно выявляют конкретные структуры, обладающие сродством к ним. Наиболее широко распространен комбинированный метод окраски тканей – гематоксилином и эозином. Гематоксилин (основной краситель) окрашивает ядра клеток в сине-фиолетовый цвет, а эозин (кислый) – элементы цитоплазмы в розово-желтый. Окрашенные препараты обезвоживают в спиртах восходящей концентрации (50⁰, 70⁰, 96⁰, 100⁰), просветляют в ксилоле или некоторых маслах и затем каждый гистологический срез заключают между предметным и покровным стеклами в канадский бальзам или синтетические смолы.

Импрегнация. Для выявления отдельных элементов ткани используются различные способы импрегнации. Так, для выявления ретикулиновых волокон используется хлорид золота. Для выявления элементов центральной и периферической нервной системы обычно применяют различные способы импрегнации (серебром, золотом, осмием). Окрашивать тела нервных клеток и их отростки можно и метиленовым синим. Все эти методы имеют тот существенный недостаток, что являются эмпирическими. Поэтому всегда надо быть готовым к тому, что даже при строгом соблюдении всех условий импрегнации она часто не дает желаемого результата. Здесь имеют значение многие факторы, которые иногда трудно учесть (качество фиксации, реакция и качество воды, свойство нервной ткани и т.д.)

Готовый (постоянный) гистологический препарат можно хранить годами и использовать для микроскопирования.

Методы микроскопии. Основным инструментом гистологического препарата служит микроскоп – световой или электронный.

Световая микроскопия. С помощью световых микроскопов можно изучить на срезах тонкое строение клеток и тканей. Размер наименьшей структуры, которую можно увидеть в световом микроскопе, определяется наименьшим разрешающим расстоянием (d_o). У современных световых микроскопов оно составляет около 0,2 мкм.

Устройство светового микроскопа (МБР – микроскоп биологический рабочий). Данный прибор состоит из оптической системы (объективов и окуляров), механических и осветительных частей. Все они объединяются между собой с помощью штатива. В последнем различают: поставку, тубусодержатель и тубус. Сверху в тубус вставлен окуляр, а снизу к нему присоединен объектив. Передвижение тубуса осуществляется двумя винтами, один их которых – кремальера, или макровинт, - служит для грубой наводки, а другой – микровинт – для микронаводки. Предметный столик служит для помещения изучаемого объекта, который фиксируется двумя зажимами-клеммами, крепящимися в отверстия предметного столика. Под предметным столиком расположены осветительные приспособления: осветитель (конденсор) и зеркало. С помощью зеркала через отверстие предметного столика направляется свет в объектив. Одна поверхность зеркала плоская, другая – вогнутая. При обычных лампах используют вогнутое зеркало, при специальных освещениях – плоское. Конденсор – закрепленная особым кольцом плоско-выпуклая линза, ее можно передвигать вниз и вверх. Служит он для концентрации световых лучей на объективе, он совершенно необходим при работе с сильно увеличивающими объективами. На конденсоре крепится диафрагма, позволяющая равномерно сужать и расширять отверстие для прохождения световых лучей и тем самым регулировать степень освещения объекта.

Ультрафиолетовая микроскопия – представляет собой разновидность световой. Длина волны ультрафиолетовых лучей составляет около 0,3 мкм; разрешающая способность микроскопа при иммерсионном объективе приблизительно 0,1 мкм.

Люминесцентная микроскопия основана на том, что многие органические вещества, содержащиеся в клетках, способны светиться (флуоресцировать) при поглощении ими световой энергии. Источником света в них служат ксеоновые или ртутные лампы (их спектр близок к ультрафиолетовому излучению и лежит в пределах коротких волн длиной 0,25-0,4 мкм), а объект исследуют через специальные фильтры.

Различают собственную, или первичную флуоресценцию, которой обладают пигменты (в том числе бактерии), витамины группы А и В₂ и другие вещества. Вторичную, или вызванную, флуоресценцию можно получить, используя специальные вещества – флуорохромы, которые связываются различными структурами живой клетки и вызывают их флуоресценцию. Например, при обработке срезов тканей флуорохромом акридиновым оранжевым ДНК и ее производные приобретают ярко-зеленое свечение, а РНК и ее производные – ярко-красное. Разновидностью вторичной является флуоресценция желто-зеленого цвета, индуцированная парами формальдегида и характерная для катехоламидов (адреналин и норадреналин) мозгового вещества надпочечников. Таким образом можно исследовать химический состав тканевых структур, выявлять трофические и секреторные включения в клетках.

Электронная микроскопия. В электронном микроскопе используются электронные лучи с более короткими, чем в световом микроскопе, длинами волн при напряжении 50000-100000 вольт. Длина волны электромагнитных колебаний, возникающих при движении потока или пучка электронов в условиях вакуума равна 0,0056 нм (1нм═1х10^-3мкм═1х10^-6мм ═1х10^-9м). Таким образом, разрешение достигает 0,002 нм или 0,000002 мкм, что в 100000 раз выше, чем в световом микроскопе. Методом электронной микроскопии исследуют ультратонкие срезы, толщиной от 500 до 1000 ангстрем, которые готовят на ультратомах – сложных электронных приборах, где ножами служат очень острые грани зеркального стекла. Тончайшие срезы наносят на специальные металлические сетки с ячейками и помещают в вакуумную камеру электронного микроскопа. Обработка образцов тканей для ЭМ сходна с ранее описанной обработкой для световой микроскопии. Только здесь в качестве фиксаторов используют забуференные растворы параформа, тетроксида осмия, глютаральдегида (рН 7,0-7,4); образцы проводят через спирты восходящей концентрации и пропилен-оксид и заливают в синтетические смолы (аралдит, эпон или в их смесь). Чтобы более четко выявить органеллы мембранного и немембранного типа, в качестве контрастера применяют цитрат свинца и уранилацетат.

К современным электронно-микроскопическим методам относят ПЭМ (просвечивающую, или трансмиссионную электронную микроскопию), СЭМ (сканирующую), электронную авторадиографию, иммунно-электронную микроскопию, ЭМ гистохимию.

Сканирующий ЭМ от трансмиссионного отличается тем, что в первом электроны не проходят через объект, а отражаются от его поверхности, сканируя ее. В отличие от ПЭМ для СЭМ можно использовать коррозийные препараты: объект изучения, например микроциркуляторное русло лимфатических сосудов, заливают какими-либо затвердевающими веществами и после этого просматривают слепки и его поверхности. Изучают также реплики, получаемые путем замораживания – скалывания. В этом случае исследуют слепок скола поверхности объекта. Чтобы увеличить контрастность, реплики необходимо оттенить с помощью напыления частиц металлов (золота, платины) или угля.